L’arroche Atriplex hortensis pousse vite, atteint parfois 1,50 m et fournit des feuilles vertes, blondes ou rouges pendant la belle saison. Son semis s’étale de mars à août en climat tempéré, mais l’eau décide souvent de la suite des opérations.
Arroche, pas moche : une annuelle qui voit grand
Photo de Саша Круглая sur Pexels.
Dans les faits, l’arroche est une plante annuelle de l’alliance botanique des Amaranthacées et des Chénopodiacées, proche de l’épinard au potager. Elle apprécie le soleil ou la mi-ombre, un sol contenant de la matière organique et une humidité régulière. Sa tige peut prendre de la hauteur, tandis que ses larges feuilles se récoltent au fil de la croissance. Pas franchement discrète, cette arroche.
Une publication de Frontiers in Plant Science parue en 2020 décrit Atriplex hortensis comme un légume-feuille annuel cultivé depuis longtemps dans plusieurs régions d’Eurasie. La même étude rappelle que le genre Atriplex réunit de nombreuses plantes halophytes ou xérophytes. Cette caractéristique ne transforme pourtant pas l’arroche en plante increvable.
Au potager bio, on lui prépare une place dans la rotation des cultures, avec du compost mûr et une surveillance régulière des adventices. Le sol reste le premier garde-fou : une plante réputée tolérante ne compense pas une terre pauvre ou desséchée. Chez Jardin-Bio, on préfère ce diagnostic simple aux promesses de robustesse universelle.
La rusticité de l’arroche aide le jardinier, mais elle ne dispense ni de nourrir le sol ni de suivre l’arrosage.
Semis sans arroche-pied : mars à août, pas au hasard
Photo de RDNE Stock project sur Pexels.
Le semis direct se pratique de mars à août dans un potager tempéré. Les premiers semis profitent d’une terre encore fraîche; ceux de l’été demandent une surveillance plus étroite de l’humidité. Échelonner les semis permet de répartir les récoltes et d’éviter de laisser tous les plants monter à fleurs en même temps.
Semez en ligne dans une terre préparée, répartissez les graines sans les concentrer au même endroit, puis gardez la zone humide jusqu’à la levée. Le démarrage peut être irrégulier. On connaît la scène : on prépare déjà la binette, puis trois plantules apparaissent quand on avait classé le semis dans la catégorie des ratés.
Éclaircir pour mieux régner
Quand les plantules portent plusieurs feuilles, éclaircissez pour conserver un pied tous les 30 à 40 cm. Cette distance semble généreuse sur une planche vide, puis la plante prend de la hauteur et du volume. Les jeunes plants retirés peuvent être repiqués ailleurs, en les manipulant avec soin.
Si les tiges montent à graines et restent en place, l’arroche peut se ressemer abondamment. Dans une zone dédiée, ce retour spontané économise un semis. Dans une petite planche déjà remplie, il faut en revanche retirer les jeunes plants en surnombre avant que la négociation foncière ne tourne mal.
Arroche de l’eau : le sol frais, sinon ça monte
Le manque d’eau accélère la montée à fleurs. La plante déplace alors ses ressources vers la floraison et la production de graines, au détriment des feuilles. Arrosez au pied pendant les périodes chaudes et vérifiez l’humidité du sol plutôt que de vous fier à la seule apparence de la surface.
Le pincement intervient lorsque la tige principale approche 50 cm ou dès l’apparition des premières fleurs. Coupez son extrémité, puis raccourcissez régulièrement les jeunes extrémités latérales lorsqu’elles s’allongent. La plante peut ainsi se ramifier et produire de nouvelles feuilles, à condition que le sol reste suffisamment frais.
Récolte à la feuille : du rouge, du vert et pas de flan
Photo de Sagar Kulkarni sur Unsplash.
Prélevez les feuilles et les extrémités tendres au fur et à mesure des besoins. Les jeunes feuilles sont les plus souples; les feuilles plus développées s’utilisent comme un légume-feuille cuit. Une récolte régulière limite aussi la présence de tiges trop avancées, surtout lorsque la chaleur pousse la plante vers la floraison.
Les formes rouges doivent leur couleur à des pigments de la famille des bétalaïnes. Une étude publiée dans le Journal of Agricultural and Food Chemistry en 2023 a isolé des pigments de l’arroche rouge Atriplex hortensis var. Rubra, puis étudié leur oxydation et leur effet sur des cellules cardiaques de rat en laboratoire. Certains composés ont protégé ces cellules contre une exposition au peroxyde d’hydrogène dans ces conditions précises.
Ce résultat renseigne sur la chimie des pigments, pas sur un effet démontré chez l’humain après consommation d’une assiette d’arroche. La couleur reste donc un critère de choix au potager, pas une promesse nutritionnelle à afficher en grand sur la cabane.
Le sel, ça se corse : résistance oui, invincibilité non
Photo de Chinnu Indrakumar sur Unsplash.
Une étude de terrain publiée dans Frontiers in Plant Science en 2025 a suivi Atriplex hortensis pendant six mois dans des conditions naturellement salines près de la lagune de Bizerte, en Tunisie. Lorsque la salinité augmentait, la masse sèche des parties aériennes passait de 168 g à 73,2 g et celle des racines de 25,9 g à 15,6 g. La surface foliaire diminuait de 54 %, tandis que la teneur relative en eau restait supérieure à 88 %.
Dans cette parcelle, la conductivité électrique du sol passait de 3,48 à 2,26 dS/m, soit une baisse de 35 % après la culture. L’essai montre donc une capacité de phytodessalement dans le site étudié, mais aussi le coût de la salinité sur la biomasse et la surface des feuilles. L’arroche tient le choc; elle ne gagne pas pour autant un passe-droit contre la sécheresse.
Des gènes qui travaillent, pas une cape de super-héros
Un article de Scientific Reports publié en 2018 a étudié quatre gènes de la famille Alfin-like provenant d’Atriplex hortensis. Les chercheurs les ont introduits dans Arabidopsis thaliana, une plante modèle. Les plants exprimant AhAL1 ont mieux survécu aux conditions salines et sèches que les témoins, tandis que l’expression des trois autres gènes étudiés provoquait une hypersensibilité au sel.
Cette expérience porte sur des plantes transgéniques et ne décrit pas le comportement d’une variété d’arroche cultivée dans un potager. Elle aide à comprendre les réponses génétiques au stress, mais ne justifie ni l’absence d’arrosage ni l’attente d’une récolte intacte pendant un été sec. Au jardin, l’observation des feuilles reste plus utile qu’un discours sur le gène providentiel.
Garder ses graines, sans arroche à la rescousse
Photo de Kristaps Ungurs sur Unsplash.
Pour produire vos semences, laissez une tige monter jusqu’à ce que l’enveloppe extérieure des graines brunisse et sèche. Coupez la tige entière, faites-la sécher quelques jours sous abri, puis battez-la dans un sac. Tamisez ensuite les graines et conservez leur enveloppe protectrice afin de préserver leur capacité germinative.
Si vous ne récoltez pas les graines, surveillez les jeunes plants l’année suivante : l’arroche peut se ressemer généreusement. Gardez les plus vigoureux dans la rotation prévue et retirez les autres lorsqu’ils sont encore petits. Une plante qui fournit des feuilles, accepte quelques écarts de température et revient parfois seule mérite sa place au potager. À condition de ne pas lui laisser réserver toute la parcelle, évidemment.
Sources et références scientifiques
An Alfin-like gene from Atriplex hortensis enhances salt and drought tolerance and abscisic acid response in transgenic Arabidopsis – PMC. Scientific reports. DOI: 10.1038/s41598-018-21148-9 · PMID: 29426828.
1.Matsui A, et al. Arabidopsis transcriptome analysis under drought, cold, high-salinity and ABA treatment conditions using a tiling array. Plant Cell Physiol. 2008;49:1135-1149. doi: 10.1093/pcp/pcn101. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1093/pcp/pcn101.
2.Zeller G, et al. Stress-induced changes in the Arabidopsis thaliana transcriptome analyzed using whole-genome tiling arrays. Plant J. 2009;58:1068-1082. doi: 10.1111/j.1365-313X.2009.03835.x. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1111/j.1365-313X.2009.03835.x.
3.Janiak A, Kwasniewski M, Szarejko I. Gene expression regulation in roots under drought. J. Exp. Bot. 2016;67:1003-1014. doi: 10.1093/jxb/erv512. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1093/jxb/erv512.
4.Royer M, et al. The build-up of osmotic stress responses within the growing root apex using kinematics and RNA-sequencing. J. Exp. Bot. 2016;67:5961-5973. doi: 10.1093/jxb/erw350. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1093/jxb/erw350.
5.Liao Y, et al. Soybean GmMYB76, GmMYB92, and GmMYB177 genes confer stress tolerance in transgenic Arabidopsis plants. Cell Research. 2008;18:1047-1060. doi: 10.1038/cr.2008.280. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1038/cr.2008.280.
6.Liao Y, et al. Soybean GmbZIP44, GmbZIP62 and GmbZIP78 genes function as negative regulator of ABA signaling and confer salt and freezing tolerance in transgenic Arabidopsis. Planta. 2008;228:225-240. doi: 10.1007/s00425-008-0731-3. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1007/s00425-008-0731-3.
7.Nakashima K, Ito Y, Yamaguchi-Shinozaki K. Transcriptional regulatory networks in response to abiotic stresses in Arabidopsis and grasses. Plant Physiol. 2009;149:88-95. doi: 10.1104/pp.108.129791. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1104/pp.108.129791.
8.Hao YJ, et al. Soybean NAC transcription factors promote abiotic stress tolerance and lateral root formation in transgenic plants. Plant J. 2011;68:302-313. doi: 10.1111/j.1365-313X.2011.04687.x. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1111/j.1365-313X.2011.04687.x.
9.Zhang LX, et al. An AP2 domain-containing gene, ESE1, targeted by the ethylene signaling component EIN3 is important for the salt response in Arabidopsis. Plant Physiol. 2011;157:854-865. doi: 10.1104/pp.111.179028. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1104/pp.111.179028.
10.Niu CF, et al. Wheat WRKY genes TaWRKY2 and TaWRKY19 regulate abiotic stress tolerance in transgenic Arabidopsis plants. Plant Cell Environ. 2012;35:1156-1170. doi: 10.1111/j.1365-3040.2012.02480.x. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1111/j.1365-3040.2012.02480.x.
eng MC, Liao PM, Kuo WW, Lin TP. The Arabidopsis ETHYLENE RESPONSE FACTOR1 regulates abiotic stress-responsive gene expression by binding to different cis-acting elements in response to different stress signals. Plant Physiol. 2013;162:1566-1582. doi: 10.1104/pp.113.221911. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1104/pp.113.221911.
12.Wang F, et al. GmWRKY27 interacts with GmMYB174 to reduce expression of GmNAC29 for stress tolerance in soybean plants. Plant J. 2015;83:224-236. doi: 10.1111/tpj.12879. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1111/tpj.12879.
A Chromosome-Scale Assembly of the Garden Orach (Atriplex hortensis L.) Genome Using Oxford Nanopore Sequencing – PMC. Frontiers in plant science. DOI: 10.3389/fpls.2020.00624 · PMID: 32523593.
Altschul S. F., Gish W., Miller W., Myers E. W., Lipman D. J. (1990). Basic local alignment search tool. J. Mol. Biol. 215 403-410. [DOI] [PubMed] [Google Scholar].
Andrews A. C. (1948). Orach as the spinach of the classical period. Isis 39 169-172. 10.1086/348950 [DOI] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1086/348950.
APG (2016). An update of the Angiosperm Phylogeny Group classification for the orders and families of flowering plants: APG IV. Bot. J. Linnean Soc. 181 1-20. 10.1016/j.jep.2015.05.035 [DOI] [Google Scholar]. doi:10.1016/j.jep.2015.05.035.
APG (Angiosperm Phylogeny Group) (1998). An ordinal classification for the families of flowering plants. Ann. Missouri Bot. Garden 85 531-553. [Google Scholar].
Bolger A. M., Lohse M., Usadel B. (2014). Trimmomatic: a flexible trimmer for Illumina sequence data. Bioinformatics 30 2114-2120. 10.1093/bioinformatics/btu170 [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1093/bioinformatics/btu170.
Brignone N. F., Pozner R. E., Denham S. S. (2019). Origin and evolution of Atriplex (Amaranthaceae s.l.) in the Americas: unexpected insights from South American species. Taxon 68 1021-1036. [Google Scholar].
De Coster W., D’Hert S., Schultz D. T., Cruts M., Van Broeckhoven C. (2018). NanoPack: visualizing and processing long-read sequencing data. Bioinformatics 34 2666-2669. 10.1093/bioinformatics/bty149 [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1093/bioinformatics/bty149.
Dolezel J., Bartos J., Voglmayr H., Greilhuber J. (2003). Nuclear DNA content and genome size of trout and human. Cytometry A 51 127-128. 10.1002/cyto.a.10013 [DOI] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1002/cyto.a.10013.
Du J., Tian Z., Hans C. S., Laten H. M., Cannon S. B., Jackson S. A., et al. (2010). Evolutionary conservation, diversity and specificity of LTR-retrotransposons in flowering plants: insights from genome-wide analysis and multi-specific comparison. Plant J. 63 584-598. 10.1111/j.1365-313X.2010.04263.x [DOI] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1111/j.1365-313X.2010.04263.x.
Evanno G., Regnaut S., Goudet J. (2005). Detecting the number of clusters of individuals using the software STRUCTURE: a simulation study. Mol. Ecol. 14 2611-2620. 10.1111/j.1365-294X.2005.02553.x [DOI] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1111/j.1365-294X.2005.02553.x.
Flavell R. B., Bennett M. D., Smith J. B., Smith D. B. (1974). Genome size and the proportion of repeated nucleotide sequence DNA in plants. Biochem. Genet. 12 257-269. 10.1007/bf00485947 [DOI] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1007/bf00485947.
Fuentes-Bazan S., Uotila P., Borsch T. (2012). A novel phylogeny-based generic classification for Chenopodium sensu lato, and a tribal rearrangement of Chenopodioideae (Chenopodiaceae). Willdenowia 42 5-24. [Google Scholar].
Unveiling Alternative Oxidation Pathways and Antioxidant and Cardioprotective Potential of Amaranthin-Type Betacyanins from Spinach-like Atriplex hortensis var. ‘Rubra’ – PMC. Journal of agricultural and food chemistry. DOI: 10.1021/acs.jafc.3c03044 · PMID: 37791532.
Calva-Estrada S. J.; Jiménez-Fernández M.; Lugo-Cervantes E. Betalains and Their Applications in Food: The Current State of Processing, Stability and Future Opportunities in the Industry. Food Chem.: Mol. Sci. 2022, 4, 100089 10.1016/j.fochms.2022.100089. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1016/j.fochms.2022.100089.
Kumorkiewicz-Jamro A.; Górska R.; Krok-Borkowicz M.; Reczyńska-Kolman K.; Mielczarek P.; Popenda Ł.; Spórna-Kucab A.; Tekieli A.; Pamuła E.; Wybraniec S. Betalains Isolated from Underexploited Wild Plant Atriplex hortensis var. Rubra L. Exert Antioxidant and Cardioprotective Activity against H9c2 Cells. Food Chem. 2023, 414, 135641 10.1016/j.foodchem.2023.135641. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1016/j.foodchem.2023.135641.
Spórna-Kucab A.; Jerz G.; Kumorkiewicz-Jamro A.; Tekieli A.; Wybraniec S. High-Speed Countercurrent Chromatography for Isolation and Enrichment of Betacyanins from Fresh and Dried Leaves of Atriplex hortensis L. var. “Rubra”. J. Sep. Sci. 2021, 44 (23), 4222-4236. 10.1002/jssc.202100383. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1002/jssc.202100383.
Martínez-Rodríguez P.; Guerrero-Rubio M. A.; Henarejos-Escudero P.; García-Carmona F.; Gandía-Herrero F. Health-Promoting Potential of Betalains in Vivo and Their Relevance as Functional Ingredients: A Review. Trends Food Sci. 2022, 122, 66-82. 10.1016/j.tifs.2022.02.020. [DOI] [Google Scholar]. doi:10.1016/j.tifs.2022.02.020.
Rahimi P.; Abedimanesh S.; Mesbah-Namin S. A.; Ostadrahimi A. Betalains, the Nature-Inspired Pigments, in Health and Diseases. Crit. Rev. Food Sci. Nutr. 2019, 59 (18), 2949-2978. 10.1080/10408398.2018.1479830. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1080/10408398.2018.1479830.
Chhikara N.; Kushwaha K.; Sharma P.; Gat Y.; Panghal A. Bioactive Compounds of Beetroot and Utilization in Food Processing Industry: A Critical Review. Food Chem. 2019, 272, 192-200. 10.1016/j.foodchem.2018.08.022. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1016/j.foodchem.2018.08.022.
Martínez L.; Cilla I.; Beltrán J. A.; Roncalés P. Comparative Effect of Red Yeast Rice (Monascus purpureus), Red Beet Root (Beta vulgaris) and Betanin (E-162) on Colour and Consumer Acceptability of Fresh Pork Sausages Packaged in a Modified Atmosphere. J. Sci. Food Agric. 2006, 86 (4), 500-508. 10.1002/jsfa.2389. [DOI] [Google Scholar]. doi:10.1002/jsfa.2389.
Fu Y.; Shi J.; Xie S.-Y.; Zhang T.-Y.; Soladoye O. P.; Aluko R. E. Red Beetroot Betalains: Perspectives on Extraction, Processing, and Potential Health Benefits. J. Agric. Food Chem. 2020, 68 (42), 11595-11611. 10.1021/acs.jafc.0c04241. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1021/acs.jafc.0c04241.
Cui R.; Fei Y.; Zhu F. Physicochemical, Structural and Nutritional Properties of Steamed Bread Fortified with Red Beetroot Powder and Their Changes during Breadmaking Process. Food Chem. 2022, 383, 132547 10.1016/j.foodchem.2022.132547. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1016/j.foodchem.2022.132547.
Cui R.; Zhu F. Changes in Structure and Phenolic Profiles during Processing of Steamed Bread Enriched with Purple Sweet Potato Flour. Food Chem. 2022, 369, 130578 10.1016/j.foodchem.2021.130578. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1016/j.foodchem.2021.130578.
Sawicki T.; Topolska J.; Bączek N.; Szawara-Nowak D.; Juśkiewicz J.; Wiczkowski W. Characterization of the Profile and Concentration of Betacyanin in the Gastric Content, Blood and Urine of Rats after an Intragastric Administration of Fermented Red Beet Juice. Food Chem. 2020, 313, 126169 10.1016/j.foodchem.2020.126169. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1016/j.foodchem.2020.126169.
Sawicki T.; Topolska J.; Romaszko E.; Wiczkowski W. Profile and Content of Betalains in Plasma and Urine of Volunteers after Long-Term Exposure to Fermented Red Beet Juice. J. Agric. Food Chem. 2018, 66 (16), 4155-4163. 10.1021/acs.jafc.8b00925. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1021/acs.jafc.8b00925.
Sustainable phytoremediation of saline soils using Atriplex hortensis L.: a case study from Bizerte Lagoon, Northern Tunisia – PMC. Frontiers in plant science. DOI: 10.3389/fpls.2025.1613594 · PMID: 41036404.
Abdelly C., Barhoumi Z., Smaoui A., Ksouri R., Lachaâl M. (2006). Halophytes: potential uses. In: Abdelly C., Öztürk M., Ashraf M., Grignon C. (eds) Biosaline Agriculture and High Salinity Tolerance. Birkhäuser Basel (Springer), pp. 343-353. [Google Scholar].
Ahmad P., Ahanger M. A., AlYemeni M. N., Wijaya L., Alam P. (2024). Role of osmolytes and antioxidant systems in plant tolerance to salinity and drought stress. Front. Plant Sci. 15. doi: 10.3389/fpls.2024.1189012 [DOI] [Google Scholar]. doi:10.3389/fpls.2024.1189012.
Alharby H. F., Al-Zahrani H. S., Hakeem K. R. (2023). Adaptive responses of halophytes to salinity: insights into root system remodeling and ion compartmentalization. Plant Physiol. Biochem. 196, 323-332. doi: 10.1016/j.plaphy.2023.01.019, PMID: [DOI] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1016/j.plaphy.2023.01.019.
Ali H. M., Ibrahim A., Hussain S. (2023). Physiological and biochemical adaptations of halophytes to salt and water stress: recent advances. Plant Stress 7, 100147. doi: 10.1016/j.stress.2022.100147 [DOI] [Google Scholar]. doi:10.1016/j.stress.2022.100147.
Aydi S., Smaoui A., Chakroun M., Abdelly C., Ghrabi A. (2008). Responses of Medicago ciliaris to moderately saline conditions: growth and mineral nutrition. J. Plant Nutr. 31, 493-508. doi: 10.1080/01904160801895011 [DOI] [Google Scholar]. doi:10.1080/01904160801895011.
Ben Ahmed C., Ben Rouina B., Sensoy S., Boukhris M., Abdullah F. (2008). Saline water irrigation effects on antioxidant defense system and proline accumulation in leaves of two olive cultivars. Environ. Exp. Bot. 60, 326-333. doi: 10.1016/j.envexpbot.2007.05.011 [DOI] [Google Scholar]. doi:10.1016/j.envexpbot.2007.05.011.
Benzarti S., Hamdi H., Mohri S., Ono Y., Hidetoshi H. (2012). Use of Atriplex hortensis for phytoextraction of heavy metals: tolerance and bioaccumulation study. Environ. Sci. pollut. Res. 19, 1612-1622. doi: 10.1007/s11738-012-0963-5 [DOI] [Google Scholar]. doi:10.1007/s11738-012-0963-5.
Bharti N., Bhatia P., Singh S. (2021). Mechanisms of halophyte adaptation to salinity: relevance for improving salt tolerance in crops. Front. Plant Sci. 12. doi: 10.3389/fpls.2021.647334 [DOI] [Google Scholar]. doi:10.3389/fpls.2021.647334.
Chen Y., Zhang L., Wu X., Liu W. (2023). Advances in phytoremediation using halophytes: a sustainable solution for saline soil improvement. Ecotoxicol Environ. Saf 260, 115137. doi: 10.1016/j.ecoenv.2023.115137, PMID: [DOI] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1016/j.ecoenv.2023.115137.
Chourasiya A., Pandey S., Tripathi R. D. (2024). Harnessing halophytes for phytoremediation and sustainable agriculture: current status and future prospects. Environ. Res. 235, 117203. doi: 10.1016/j.envres.2024.117203 [DOI] [Google Scholar]. doi:10.1016/j.envres.2024.117203.
Duarte B., Caçador I. (2021). Halophyte physiology: the role of salt-tolerant plants in remediation of saline ecosystems. Plants 10, 2649. doi: 10.3390/plants10122649, PMID: [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.3390/plants10122649.
Etesami H., Beattie G. A. (2018). Mining halophytes for plant growth-promoting halotolerant bacteria to enhance salinity tolerance in non-halophytic crops. Front. Microbiol. 9. doi: 10.3389/fmicb.2018.00148, PMID: [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.3389/fmicb.2018.00148.
Bruno Nunez. L’arroche Atriplex : Une alternative colorée et savoureuse à l’épinard. 2013.
Eric est jardinier passionné depuis 22 ans. Il partage régulièrement ses conseils et astuces de jardinage sur son blog "Jardin-Bio", pour aider les débutants comme les jardiniers confirmés à entretenir et faire évoluer leur jardin.
