Entre mi-juillet et début septembre, le rhododendron peut fournir des rameaux semi-aoûtés de 10 à 15 cm pour le bouturage. Le substrat acide et l’humidité maîtrisée font le travail de fond, sans promettre des racines express.
Le rhododendron ne se laisse pas toujours multiplier facilement. Une tige trop verte se déshydrate vite, tandis qu’un rameau déjà très ligneux peut rester vivant sans produire de racines. Le bon repère n’est donc pas une date gravée dans le marbre, mais l’état de la pousse (la météo adore compliquer le calendrier).
La multiplication végétative conserve les caractéristiques du pied mère, notamment son port, son feuillage et la couleur de ses fleurs. Elle ne corrige pas ses défauts. Une plante affaiblie, malade ou infestée par des parasites n’a rien d’un bon modèle, même si sa floraison fait son petit effet.
Août, c’est tout? Les racines ne lisent pas l’agenda

Le créneau pratique va de la mi-juillet au début ou au milieu de septembre, selon le climat et la vitesse de croissance de l’arbuste. Dans une région fraîche, la fin août convient souvent. Dans un secteur chaud, le stade semi-aoûté peut arriver plus tôt. Cherchez une pousse latérale récente dont la base commence à durcir alors que l’extrémité reste souple.
Prélevez de préférence le matin, sur une plante bien hydratée, avec un sécateur propre et affûté. Gardez une longueur de 10 à 15 cm et écartez les rameaux présentant des taches, des feuilles déformées, des cochenilles ou des blessures. Placez les tiges à l’ombre et mettez-les rapidement en pot. Une bouture oubliée au soleil sur la table de jardin démarre avec un sacré handicap.
Le stade semi-aoûté compte davantage que la date du calendrier.
Coupez court, racines longues
La préparation doit limiter la perte d’eau sans transformer le rameau en cure-dent déplumé. Désinfectez les outils si vous passez d’une plante à l’autre.
- Choisissez un rameau latéral sain de 10 à 15 cm, avec plusieurs nœuds.
- Faites une coupe nette, légèrement en biais, juste sous un nœud.
- Retirez les feuilles de la moitié inférieure de la tige.
- Conservez deux ou trois feuilles à l’extrémité. Si elles sont très grandes, réduisez légèrement leur surface.
- Enfoncez la base sur quelques centimètres dans le substrat, sans enterrer les feuilles.
La coupe sous un nœud place la base dans une zone où la tige peut former des racines adventives. Elle ne suffit pas à déclencher l’enracinement chez tous les cultivars, mais elle évite une base arrachée ou effilochée.
Une poudre d’enracinement ne remplace ni un rameau adapté, ni un outil propre, ni une bonne gestion de l’eau. Elle n’est pas le cœur du protocole. Si vous en utilisez une, respectez strictement l’étiquette et ne dosez pas au jugé. Une surdose ne transforme pas une mauvaise bouture en championne olympique.
Terre acide, air compris
Le rhododendron demande un milieu acide, léger et drainant. Un mélange possible contient deux tiers de terreau acide et un tiers de sable grossier ou de perlite. La proportion peut varier, mais le substrat doit retenir un peu d’humidité tout en laissant circuler l’air autour de la base.
Remplissez un godet propre, humidifiez le mélange, puis formez un trou avec un crayon ou un plantoir fin. La base entre ainsi dans le substrat sans frottement. Tassez doucement pour maintenir la tige, sans compacter le mélange.
Arrosez finement après la plantation et laissez l’excédent s’écouler. Une soucoupe constamment pleine sature le substrat et favorise la pourriture de la base. Le sol, un organisme vivant qu’on nourrit, a aussi besoin de respirer.
Mini-serre, maxi contrôle
Une pièce lumineuse, une serre ombrée ou un emplacement extérieur protégé du vent conviennent mieux qu’un pot exposé en plein soleil. Sous plastique, la chaleur monte rapidement et la bouture peut se dessécher malgré l’humidité visible sur les parois.
Le substrat doit rester légèrement humide, jamais détrempé. Touchez sa surface avant d’arroser et observez les feuilles. Un feuillage qui pend peut signaler un manque d’eau, mais aussi une base déjà abîmée par un excès d’humidité. Arroser davantage dans ce second cas, c’est pousser la bouture vers la sortie.
Manipulez le pot le moins possible pendant l’enracinement. Ne déterrez pas la tige pour chercher les racines : elles sont fines et cassantes. Quand la bouture montre une reprise nette, retirez progressivement la cloche, espacez les arrosages sans laisser sécher le substrat, puis rempotez dans un contenant un peu plus grand avec un mélange toujours acide.
Habituez ensuite le jeune plant à l’extérieur par étapes, à l’ombre claire et à l’abri du vent. La plantation en pleine terre attendra qu’il soit suffisamment enraciné et qu’une période de gel ne menace plus le pot. Oui, cela demande de la patience. Les racines n’ont jamais signé de contrat de rendement.
Hormones et microbes : pas de poudre aux yeux
L’enracinement dépend de l’état des tissus, des hormones végétales, de la température, de la lumière et de l’eau. L’article Analysis of oxidase activity and transcriptomic changes related to cutting propagation of hybrid larchpublié en 2023 dans Scientific Reportsa suivi des tissus de boutures de mélèze hybride à cinq moments. Les auteurs ont associé l’activité de plusieurs enzymes et les changements de signalisation hormonale au développement des racines adventives.
Cette étude porte sur le mélèze hybride, pas sur le rhododendron. Elle aide à comprendre pourquoi l’état du rameau compte, mais elle ne fournit ni dosage ni taux de réussite transposable à un cultivar de rhododendron. Aucune recette universelle ne remplace l’observation de la plante.
La question des microorganismes demande la même retenue. Une étude publiée en 2024 dans Frontiers in Plant Scienceintitulée IAA-producing plant growth promoting rhizobacteria from Ceanothus velutinus enhance cutting propagation efficiency and Arabidopsis biomassa testé 50 % de sol provenant de l’environnement naturel du Ceanothus velutinus. Dans cet essai, ce mélange a amélioré la survie des boutures de cette espèce. Les chercheurs ont ensuite isolé des bactéries et testé certains de leurs effets sur Arabidopsis thaliana.
Ce résultat ne justifie pas de prélever de la terre en forêt pour un pot de rhododendron. Le sol peut transporter des maladies et des parasites, et l’étude ne portait pas sur cet arbuste. Pour une multiplication domestique, un substrat propre, aéré et adapté à l’acidité du rhododendron reste plus facile à contrôler. Le purin miracle vendu en ligne peut donc rester dans sa bouteille : ça sonne creux, ce conseil.
Quand le rhodo préfère la branche au bout de bois
Le marcottage par couchage offre une autre voie quand les boutures dépérissent ou s’enracinent trop lentement. La branche reste attachée au pied mère pendant la formation des racines. Elle continue donc à recevoir de l’eau et des réserves.
Choisissez une branche basse, longue et souple. Près de la plante, creusez un trou d’environ 20 cm de profondeur sur 30 cm de largeur. Remplissez-le d’un mélange à parts égales de sable et de terreau fin. Effeuillez la portion qui sera enterrée, puis entamez très légèrement l’écorce avec une lame propre. La blessure doit rester superficielle.
Couchez la branche dans le trou et maintenez-la avec des cavaliers ou un poids stable. Relevez son extrémité contre un tuteur et attachez-la sans serrer. Gardez la zone enterrée humide, sans l’inonder.
Le sevrage se fait au printemps suivant, après vérification de l’enracinement. Coupez alors la branche entre le jeune plant et le pied mère, déterrez avec précaution et replantez sans secouer les racines. La marcotte demande plus de temps, mais le rameau reste nourri pendant la phase délicate.
Les ratés qui font racine carrée
Chaque échec pointe souvent un mauvais réglage. Une tige très verte flétrit rapidement. Un rameau trop ligneux peut rester vivant sans produire de racines. Un sac fermé en plein soleil accumule la chaleur. Un substrat compact ou gorgé d’eau asphyxie la base, tandis qu’une mini-serre jamais ouverte entretient une condensation propice aux maladies.
Pour diagnostiquer le problème, observez la base de la tige, l’odeur du substrat, la fermeté des feuilles et la présence de moisissure. Retirez les parties pourries et ne réutilisez pas un mélange contaminé pour une nouvelle série. On peut râler contre les racines, mais elles n’ont jamais promis de suivre le calendrier du voisin.
Bouture de fin d’été ou marcottage commencé avant le printempsle rhododendron laisse deux portes entrouvertes. Laquelle s’ouvrira la première : la petite tige sous cloche, ou la branche qui prend racine sans quitter sa plante mère?
Sources et références scientifiques
- IAA-producing plant growth promoting rhizobacteria from Ceanothus velutinus enhance cutting propagation efficiency and Arabidopsis biomass – PMC. Frontiers in plant science. DOI: 10.3389/fpls.2024.1374877 · PMID: 38807777.
- Agematu H., Suzuki K., Tsuya H. (2011). Massilia sp. BS-1, a novel violacein-producing bacterium isolated from soil. Biosci. Biotechnol. Biochem. 75, 2008-2010. doi: 10.1271/bbb.100729 [DOI] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1271/bbb.100729.
- Allen C. D., Macalady A. K., Chenchouni H., Bachelet D., McDowell N., Vennetier M., et al. (2010). A global overview of drought and heat-induced tree mortality reveals emerging climate change risks for forests. For Ecol. Manage 259 (4), 660-684. doi: 10.1016/j.foreco.2009.09.001 [DOI] [Google Scholar]. doi:10.1016/j.foreco.2009.09.001.
- Arora N. K., Verma M. (2017). Modified microplate method for rapid and efficient estimation of siderophore produced by bacteria. 3 Biotech. 7, 381. doi: 10.1007/s13205-017-1008-y [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1007/s13205-017-1008-y.
- Arshad M., Shaharoona B., Mahmood T. (2008). Inoculation with Pseudomonas spp. containing ACC-Deaminase partially eliminates the effects of drought stress on growth, yield, and ripening of pea (Pisum sativum L.)1 × 1Project supported by the Higher Education Commission, Islamabad, Pakistan (No. PIN 0. Pedosphere 18, 611-620. doi: 10.1016/S1002-0160(08)60055-7 [DOI] [Google Scholar]. doi:10.1016/S1002-0160(08)60055-7.
- Babu-Khan S., Yeo T. C., Martin W. L., Duron M. R., Rogers R. D., Goldstein A. H. (1995). Cloning of a mineral phosphate-solubilizing gene from Pseudomonas cepacia. Appl. Environ. Microbiol. 61, 972-978. doi: 10.1128/aem.61.3.972-978.1995 [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1128/aem.61.3.972-978.1995.
- Benson D. R. (1982). Isolation of Frankia strains from alder actinorhizal root nodules. Appl. Environ. Microbiol. 44, 461-465. doi: 10.1128/aem.44.2.461-465.1982 [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1128/aem.44.2.461-465.1982.
- Boss B. L., Wanees A. E., Zaslow S. J., Normile T. G., Izquierdo J. A. (2022). Comparative genomics of the plant-growth promoting bacterium Sphingobium sp. strain AEW4 isolated from the rhizosphere of the beachgrass Ammophila breviligulata. BMC Genomics 23 (508), 23. doi: 10.1186/s12864-022-08738-8 [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1186/s12864-022-08738-8.
- Bulgarelli D., Garrido-Oter R., Münch P. C., Weiman A., Dröge J., Pan Y., et al. (2015). Structure and Function of the Bacterial Root Microbiota in Wild and Domesticated Barley. Cell Host Microbe. 17, 392-403. doi: 10.1016/om.2015.01.011 [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1016/j.chom.2015.01.011.
- Crowther T. W., van den Hoogen J., Wan J., Mayes M. A., Keiser A. D., Mo L., et al. (2019). The global soil community and its influence on biogeochemistry. Sci. (1979) 365, eaav0550. doi: 10.1126/science.aav0550 [DOI] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1126/science.aav0550.
- Duan B., Li L., Chen G., Su-Zhou C., Li Y., Merkeryan H., et al. (2021). 1-Aminocyclopropane-1-Carboxylate Deaminase-producing plant growth-promoting rhizobacteria improve drought stress tolerance in grapevine (Vitis vinifera L.). Front. Plant Sci. 12. doi: 10.3389/fpls.2021.706990 [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.3389/fpls.2021.706990.
- Durairaj K., Velmurugan P., Park J.-H., Chang W.-S., Park Y.-J., Senthilkumar P., et al. (2017). Potential for plant biocontrol activity of isolated Pseudomonas aeruginosa and Bacillus stratosphericus strains against bacterial pathogens acting through both induced plant resistance and direct antagonism. FEMS Microbiol. Lett. 364, fnx225. doi: 10.1093/femsle/fnx225 [DOI] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1093/femsle/fnx225.
- Etesami H., Alikhani H. A., Hosseini H. M. (2015. a). Indole-3-acetic acid (IAA) production trait, a useful screening to select endophytic and rhizosphere competent bacteria for rice growth promoting agents. MethodsX 2, 72-78. doi: 10.1016/j.mex.2015.02.008 [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1016/j.mex.2015.02.008.
- Aeroponics enables consistent cutting propagation of kratom (Mitragyna speciosa): impacts of photoperiod, cultivar, and rooting hormone – PMC. Frontiers in plant science. DOI: 10.3389/fpls.2025.1650327 · PMID: 40949549.
- Amri E., Lyaruu H. V. M., Nyomora A. S., Kanyeka Z. L. (2010). Vegetative propagation of African Blackwood (Dalbergia melanoxylon Guill. & Perr.): Effects of age of donor plant, IBA treatment and cutting position on rooting ability of stem cuttings. New Forests. 39, 183-194. doi: 10.1007/s11056-009-9163-6 [DOI] [Google Scholar]. doi:10.1007/s11056-009-9163-6.
- Ayoub S. J., Qrunfleh M. M. (2006). Seasonal variation in rooting “Nabali” and “Raseei” olive cuttings in relation to shoot content of endogenous plant hormones. Jordan. J. Agric. Sci. 2, 15-27. [Google Scholar].
- Bhardwaj D. R., Mishra V. K. (2005). Vegetative propagation of Ulmus villosa: Effects of plant growth regulators, collection time, type of donor and position of shoot on adventitious root formation in stem cuttings. New Forests. 29, 105-116. doi: 10.1007/s11056-005-0240-1 [DOI] [Google Scholar]. doi:10.1007/s11056-005-0240-1.
- Blythe E. K., Sibley J. L., Tilt K. M., Ruter J. M. (2007). Methods of auxin application in cutting propagation: A review of 70 years of scientific discovery and commercial practice. J. Environ. Horticult. 25, 166-185. doi: 10.24266/0738-2898-25.3.166 [DOI] [Google Scholar]. doi:10.24266/0738-2898-25.3.166.
- Botanical Education Alliance and American Kratom Association (2016). Groups: DEA ban of natural herb kratom could cause billions in industry losses, harm more than three million Americans. Available online at: (Accessed 3 Mar. 2023)..
- Brown P. N., Lund J. A., Murch S. J. (2017). A botanical, phytochemical and ethnomedicinal review of the genus Mitragyna Korth: Implications for products sold as kratom. J. Ethnopharmacol. 202, 302-325. doi: 10.1016/j.jep.2017.03.020, PMID: [DOI] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1016/j.jep.2017.03.020.
- Cameron R. W. F., Harrison-Murray R. S., Judd H. L., Marks T. R., Ford Y. Y., Bates C. H. A. (2005). The effects of photoperiod and light spectrum on stock plant growth and rooting of cuttings of Cotinus coggygria ‘Royal Purple’. J. Hortic. Sci. Biotechnol. 80, 245-253. doi: 10.1080/14620316.2005.11511925 [DOI] [Google Scholar]. doi:10.1080/14620316.2005.11511925.
- Cao T., Zhang H., Chen T., Yang C., Wang J., Guo Z., et al. (2023). Research on the mechanism of plant root protection for soil slope stability. PloS One 18. doi: 10.1371/journal.pone.0293661, PMID: [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1371/journal.pone.0293661.
- Cerveny C., Gibson J. (2005). Grower 101: Rooting hormones (Sparta, Michigan, USA: Greenhouse Product News; ). Available online at: (Accessed February 20, 2025). [Google Scholar].
- Cinosi E., Martinotti G., Simonato P., Singh D., Demetrovics Z., Roman-Urrestarazu A., et al. (2015). Following “the roots” of kratom (Mitragyna speciosa): The evolution of an enhancer from a traditional use in Southeast Asia to a recreational psychoactive drug in Western countries. BioMed. Res. Int. 968786, 1-11. doi: 10.1155/2015/968786, PMID: [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1155/2015/968786.
- Craver J. K., Boldt J. K., Lopez R. G. (2019). Comparison of supplemental lighting provided by high-pressure sodium lamps or light-emitting diodes for the propagation and finishing of bedding plants in a commercial greenhouse. HortScience 54, 52-59. doi: 10.21273/HORTSCI13471-18 [DOI] [Google Scholar]. doi:10.21273/HORTSCI13471-18.
- Currey C. J., Hutchinson V. A., Lopez R. G. (2012). Growth, morphology, and quality of rooted cuttings of several herbaceous annual bedding plants are influenced by photosynthetic daily light integral during root development. HortScience 47, 25-30. doi: 10.21273/HORTSCI.47.1.25 [DOI] [Google Scholar]. doi:10.21273/HORTSCI.47.1.25.
- Analysis of oxidase activity and transcriptomic changes related to cutting propagation of hybrid larch – PMC. Scientific reports. DOI: 10.1038/s41598-023-27779-x · PMID: 36693928.
- 1.Zhang L, et al. Physiological evaluation of the responses of Larix olgensis families to drought stress and proteomic analysis of the superior family. Genet. Mol. Res. 2015;14:15577. doi: 10.4238/cember.1.9. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.4238/2015.December.1.9.
- 2.Porfírio S, et al. Reviewing current knowledge on olive (Olea europaea L.) adventitious root formation. Sci. Horticult. 2016;198:207-226. doi: 10.1016/j.scienta.2015.11.034. [DOI] [Google Scholar]. doi:10.1016/j.scienta.2015.11.034.
- 3.Florencia B, Catherine B. Adventitious rooting in populus species: Update and perspectives. Front. Plant Sci. 2021;12:668837-668837. doi: 10.3389/fpls.2021.668837. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.3389/fpls.2021.668837.
- 4.Zhao X, et al. The rooting of poplar cuttings: A review. New For. 2014;45:21-34. doi: 10.1007/s11056-013-9389-1. [DOI] [Google Scholar]. doi:10.1007/s11056-013-9389-1.
- 5.Luo J, Zhou JJ, Zhang JZ. Aux/IAA gene family in plants: Molecular structure, regulation, and function. Int. J. Mol. Sci. 2018;19:259. doi: 10.3390/ijms19010259. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.3390/ijms19010259.
- 6.Zhang E, et al. Transcriptome analysis of adventitious root development induced by IBA in cuttings of Catalpa catalpa. For. Sci. 2018;54(05):48-61. [Google Scholar].
- 7.Gutierrez L, Geiss G, et al. Auxin controls arabidopsis adventitious root initiation by regulating jasmonic acid homeostasis. Plant Cell. 2012;24:2515-2527. doi: 10.1105/tpc.112.099119. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1105/tpc.112.099119.
- 8.Pacurar DI, et al. Auxin is a central player in the hormone cross-talks that control adventitious rooting. Physiol. Plantarum. 2014;151:83-96. doi: 10.1111/ppl.12171. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1111/ppl.12171.
- 9.Cooke Todd J, et al. Evolutionary patterns in auxin action. Plant Mol. Biol. 2012;49(3-4):319-338. [PubMed] [Google Scholar].
- 10.Nathalie P, et al. Identification of conserved core xylem gene sets: Conifer cDNA microarray development, transcript profiling and computational analyses. New Phytol. 2008;180(4):766-786. doi: 10.1111/j.1469-8137.2008.02615.x. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1111/j.1469-8137.2008.02615.x.
- 11.Felten J, et al. The ectomycorrhizal fungus Laccaria bicolor stimulates lateral root formation in poplar and Arabidopsis through auxin transport and signaling. Plant Physiol. 2009;151(4):1991-2005. doi: 10.1104/pp.109.147231. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1104/pp.109.147231.
- 12.Petersson SV, et al. An auxin gradient and maximum in the Arabidopsis root apex shown by highresolution cell-specific analysis of IAA distribution and synthesis. Plant Cell. 2009;21(6):1659-1668. doi: 10.1105/tpc.109.066480. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1105/tpc.109.066480.
- Bruno Nunez. Marcotter le Rhododendron. 2019.
- Comment faire une bouture de rhododendron?. 2025.
- Claire Marie. Comment faire une bouture de rhododendron avec succès?. 2026.






