Une feuille réduite à ses nervures, des larves alignées dessous et l’impression que le noisetier a été passé au papier de verre : les tenthrèdes savent se faire remarquer. Elles ressemblent aux chenilles, mais leur biologie impose un diagnostic différent, surtout en jardin bio.
Le premier réflexe consiste donc à regarder avant de pulvériser. Selon l’espèce, la larve peut grignoter les feuilles d’un noisetier, d’un rosier, d’un groseillier ou d’une brassicacée, provoquer une galle sur un saule ou poursuivre son cycle hors du feuillage. Une seule recette pour toutes les tenthrèdes? Ça sonne creux, ce conseil de jardinerie.
Les tenthrèdes sont des hyménoptères, comme les abeilles, les fourmis et les guêpes. Un article publié dans G3 en 2021 rappelle que cet ordre compte plus de 153 000 espèces décrites. Les tenthrèdes appartiennent au groupe des Symphyta, principalement herbivore, ce qui explique leur présence sur de nombreuses plantes hôtes.
La bonne stratégie commence par une question simple : quelle tenthrède, sur quelle plante, à quel stade?
La fausse chenille sort la scie
Photo de Enguerrand Photography sur Unsplash.
La larve de tenthrède a l’allure d’une petite chenille, mais elle n’appartient pas aux Lépidoptères. Les chenilles de papillons ont généralement jusqu’à cinq paires de fausses pattes abdominales. Les larves de tenthrèdes en possèdent souvent davantage, parfois six à huit paires selon les espèces. Leur déplacement paraît alors plus régulier, presque mécanique, et plusieurs individus peuvent se regrouper sur la même feuille.
Le dommage aide aussi à trancher. La larve dévore la surface entre les nervures, découpe des trous et peut finir par ne laisser que les nervures. Les jeunes larves se tiennent souvent sous le feuillage : une inspection uniquement par-dessus passe donc à côté d’une partie du problème (oui, encore une inspection recto verso).
La femelle adulte possède un ovipositeur en forme de scie. Elle l’utilise pour inciser les tissus végétaux et y déposer ses oeufs. Chez certaines tenthrèdes gallicoles, cette ponte déclenche la formation d’une galle. Chez d’autres, les larves restent à l’extérieur et se nourrissent directement des feuilles.
Le menu n’est pas à volonté
Photo de Umut Hasanoglu sur Unsplash.
Les Tenthredinidae regroupent des espèces phytophages aux plantes hôtes variées. Une étude phylogénomique publiée dans Insects en 2021 a comparé les génomes mitochondriaux de 45 espèces de Tenthredinoidea. Cette diversité explique pourquoi une larve trouvée sur un noisetier ne permet pas d’accuser automatiquement les choux voisins.
On observe donc le couple formé par la larve et sa plante hôte. Plusieurs plantes d’un même groupe peuvent réagir différemment, tandis qu’une tenthrède donnée peut rester liée à un nombre limité de végétaux. Le nom du ravageur ne suffit pas à choisir une intervention.
Une étude menée en Nouvelle-Zélande et publiée dans Environmental Entomology en 2026 l’illustre avec la tenthrède gallicole Euura proxima. Les chercheurs ont comparé douze clones appartenant à quatre espèces de saules et à un hybride. Aucun renflement n’a été observé sur les clones de Salix purpurea. Les clones de Salix matsudana ont produit de petites galles malformées sans larves viables, tandis que plusieurs clones de S. albaS. fragilis et de l’hybride ont permis le développement des larves.
Ces résultats concernent des clones cultivés en Nouvelle-Zélande et une espèce précise. Ils ne permettent pas de déclarer un saule européen définitivement résistant. Ils montrent toutefois que la plante hôte peut peser lourd dans l’intensité d’une attaque.
Du ramassage, pas du cinéma
Sur un jeune arbuste ou lorsque les larves sont encore regroupées, le ramassage manuel reste l’intervention la plus ciblée. Il évite d’appliquer un produit sur toute la plante et permet de vérifier immédiatement l’identification. Pas très spectaculaire, certes. Mais le jardin bio n’a jamais promis des effets spéciaux.
Inspecter la plante entière. Retourner les feuilles, regarder les pousses tendres et repérer les zones où le feuillage devient squelettique.
Photographier la larve et les dégâts. Une image nette de la plante hôte, du dessous de la feuille et de la larve aide à éviter la confusion avec une chenille ou une autre larve défoliatrice.
Retirer les larves visibles. Les déposer dans un récipient fermé ou les éloigner des plantes sensibles. Sur une petite plante, répéter l’opération pendant la période de présence.
Supprimer seulement les parties très atteintes. Une feuille trouée n’a pas besoin d’être retirée automatiquement. En revanche, une pousse fortement colonisée sur un jeune sujet peut être coupée proprement si la plante conserve assez de feuillage.
Surveiller après l’intervention. Les oeufs et les larves ne sont pas tous visibles le même jour. Un second passage vaut mieux qu’un traitement généralisé réalisé au hasard.
L’observation doit aussi inclure les plantes voisines susceptibles d’être hôtes. Une tenthrède spécialisée peut rester discrète sur un arbuste vigoureux et se concentrer sur un sujet jeune ou affaibli. Le voisin qui affirme que « c’est forcément une chenille » devra patienter cinq minutes : la feuille, elle, donne souvent un meilleur témoignage.
Le calendrier ne se sème pas au hasard
Photo de Brienne Hong sur Unsplash.
La période de présence dépend de l’espèce et de la plante hôte. Dès les premiers dégâts du printemps, inspecter le dessous des feuilles permet d’intervenir lorsque les larves sont encore visibles et regroupées. Une seule visite ne suffit pas forcément : le développement et le nombre de générations varient selon la tenthrède.
L’étude publiée dans Environmental Entomology en 2026 porte sur Euura proxima et douze clones de saules en Nouvelle-Zélande. Elle ne fournit pas un calendrier universel pour le potager, mais elle montre que la réaction de la plante hôte peut modifier la présence et le développement des larves.
Un autre repère vient d’un article publié dans Insects en 2025. Les chercheurs y ont étudié Athalia rosae sur du colza d’hiver, dans des essais de laboratoire. Les résultats ont été mesurés à 96 heures, ce qui ne permet pas de transformer ce protocole en calendrier de surveillance au jardin. Le sol, la plante et la saison ne se laissent pas enfermer dans une date unique.
Le traitement tout-terrain rate sa cible
Photo de Erik Karits sur Pexels.
Une larve qui ressemble à une chenille ne répond pas forcément aux mêmes solutions. Un produit destiné aux larves de papillons ne doit pas être considéré comme adapté par simple ressemblance visuelle. Le savon noir, lui non plus, ne remplace pas l’identification d’une larve qui mâche les feuilles.
L’article publié dans Insects en 2025 a testé le cyantraniliprole et la flupyradifurone sur Athalia rosaedans le cadre du colza d’hiver. Les deux insecticides systémiques ont entraîné la mortalité de toutes les larves au bout de 96 heures dans les conditions de laboratoire. Ce résultat ne constitue ni une recommandation pour le potager, ni une validation en jardin biologique, ni une preuve d’efficacité sur les autres tenthrèdes.
La mention « naturel » ou « bio » ne remplace pas la vérification de l’usage autorisé, de la plante concernée et du ravageur visé. Avant toute pulvérisation, il faut donc consulter l’étiquette du produit et la réglementation applicable. Les résultats obtenus sur une culture agricole et en laboratoire ne justifient pas un traitement improvisé sur un noisetier ou un rosier.
Les auxiliaires ont leur mot à dire
Photo de Milan Ivanovic sur Unsplash.
Les Hyménoptères ne forment pas un bloc homogène. L’article publié dans G3 en 2021 rappelle que cet ordre réunit des espèces associées à la pollinisation, à l’herbivorie ou au parasitisme. Cette diversité suffit à écarter les traitements automatiques : avant de viser un insecte, il faut savoir lequel se trouve sur la plante.
Lorsque l’attaque reste localisée, le ramassage et la surveillance donnent une réponse proportionnée. Lorsque les dégâts s’étendent, une photographie nette et l’identification de la plante hôte permettent de demander un avis plus précis. On évite ainsi de traiter au hasard pour sauver une feuille déjà condamnée.
La tenthrède n’a pas besoin d’être déclarée ennemie publique numéro un. Il faut l’identifier, suivre sa période de présence, ramasser lorsque l’attaque reste limitée et vérifier tout usage de produit avant de pulvériser. La météo, elle, continuera de déjouer le calendrier avec un aplomb remarquable.
Sources et références scientifiques
Genomes of the willow-galling sawflies Euura lappo and Eupontania aestiva (Hymenoptera: Tenthredinidae): a resource for research on ecological speciation, adaptation, and gall induction – PMC. G3 (Bethesda, Md.). DOI: 10.1093/g3journal/jkab094 · PMID: 33788947.
10x Genomics 2018. 10x Genomics® Sample Preparation Demonstrated Protocol DNA Extraction from Single Insects. 1-7..
Aguiar AP, Deans AR, Engel MS, Forshage M, Huber JT, et al. 2013. Order Hymenoptera. Zootaxa. 3703:51-62. [Google Scholar].
Branstetter MG, Childers AK, Cox-Foster D, Hopper KR, Kapheim KM, et al. 2018. Genomes of the Hymenoptera. Curr Opin Insect Sci. 25:65-75. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar].
Branstetter MG, Danforth BN, Pitts JP, Faircloth BC, Ward PS, et al. 2017. Phylogenomic insights into the evolution of stinging wasps and the origins of ants and bees. Curr Biol. 27:1019-1025. [DOI] [PubMed] [Google Scholar].
Capella-Gutiérrez S, Silla-Martínez JM, Gabaldón T.. 2009. trimAl: a tool for automated alignment trimming in large-scale phylogenetic analyses. Bioinformatics. 25:1972-1973. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar].
Chikhi R, Medvedev P.. 2014. Informed and automated k-mer size selection for genome assembly. Bioinformatics. 30:31-37. [DOI] [PubMed] [Google Scholar].
Conway JR, Lex A, Gehlenborg N.. 2017. UpSetR: an R package for the visualization of intersecting sets and their properties. Bioinformatics. 33:2938-2940. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar].
Edgar RC. 2004. MUSCLE: Multiple sequence alignment with high accuracy and high throughput. Nucleic Acids Res. 32:1792-1797. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar].
Ellinghaus D, Kurtz S, Willhoeft U.. 2008. LTRharvest, an efficient and flexible software for de novo detection of LTR retrotransposons. BMC Bioinformatics. 9:18. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar].
Emms DM, Kelly S.. 2015. OrthoFinder: solving fundamental biases in whole genome comparisons dramatically improves orthogroup inference accuracy. Genome Biol. 16:157. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar].
Forbes AA, Bagley RK, Beer MA, Hippee AC, Widmayer HA.. 2018. Quantifying the unquantifiable: why Hymenoptera, not Coleoptera, is the most speciose animal order. BMC Ecol. 18:21. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar].
Mitochondrial Phylogenomics of Tenthredinidae (Hymenoptera: Tenthredinoidea) Supports the Monophyly of Megabelesesinae as a Subfamily – PMC. Insects. DOI: 10.3390/insects12060495 · PMID: 34073280.
1.Jervis M., Vilhelmsen L. Mouthpart evolution in adults of the basal, “symphytan”, hymenopteran lineages. Biol. J. Linn. Soc. 2000;70:121-146. doi: 10.1006/bijl.1999.0396. [DOI] [Google Scholar]. doi:10.1006/bijl.1999.0396.
2.Boevé J.L. Encyclopedia of Entomology. Kluwer Academic Publishers; Dordrecht, The Netherlands: 2004. Sawflies (Hymenoptera: Tenthredinidae) pp. 1952-1954. [Google Scholar].
3.Robinson W.H. Handbook of Urban Insects and Arachnids. Cambridge University Press; Cambridge, UK: 2005. Hymenoptera; pp. 224-290. [Google Scholar].
4.Nyman T., Onstein R.E., Silvestro D., Wutke S., Taeger A., Wahlberg N., Blank S.M., Malm T. The early wasp plucks the flower: Disparate extant diversity of sawfly superfamilies (Hymenoptera: ‘Symphyta’) may reflect asynchronous switching to angiosperm hosts. Biol. J. Linn. Soc. 2019;128:1-19. doi: 10.1093/biolinnean/blz071. [DOI] [Google Scholar]. doi:10.1093/biolinnean/blz071.
5.Goulet H., Hubert J.T. Hymenoptera of the World: An Identification Guide to Families. Agriculture Canada Publication; Ottawa, ON, Canada: 1993. [Google Scholar].
6.Taeger A., Liston A.D., Prous M., Groll E.K., Gehroldt T., Blank S.M. EcatSym, Electronic World Catalog of Symphyta (Insecta, Hymenoptera) Senckenberg Deutsches Entomologisches Institut (SDEI); Müncheberg, Germany: [(accessed on 15 February 2020)]. Program Version 5.0 (19 December 2018), Data Version 40 (23 September 2018) Available online: [Google Scholar].
7.Taeger A., Blank S.M., Liston A.D. World catalog of Symphyta (Hymenoptera) Zootaxa. 2010;2580:1-1064. doi: 10.11646/zootaxa.2580.1.1. [DOI] [Google Scholar]. doi:10.11646/zootaxa.2580.1.1.
8.Abe M., Smith D.R. The genus-group names of Symphyta (Hymenoptera) and their type species. Esakia. 1991;31:1-115. doi: 10.5281/zenodo.27071. [DOI] [Google Scholar]. doi:10.5281/zenodo.27071.
nson R.B. On the classification of sawflies (Hymenoptera: Symphyta) Trans. R. Entomol. Soc. Lond. 1938;87:353-384. doi: 10.1111/j.1365-2311.1938.tb00721.x. [DOI] [Google Scholar]. doi:10.1111/j.1365-2311.1938.tb00721.x.
10.Malm T., Nyman T. Phylogeny of the symphytan grade of Hymenoptera: New pieces into the old jigsaw(fly) puzzle. Cladistics. 2015;31:1-17. doi: 10.1111/cla.12069. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1111/cla.12069.
12.Vilhelmsen L. Morphological phylogenetics of the Tenthredinidae (Insecta: Hymenoptera) Invertebr. Syst. 2015;29:164. doi: 10.1071/IS14056. [DOI] [Google Scholar]. doi:10.1071/IS14056.
From bitter to better: evidence of shifting host preference by Euura proxima (Hymenoptera: Tenthredinidae) in New Zealand willows – PMC. Environmental entomology. DOI: 10.1093/ee/nvag036 · PMID: 42090327.
de Araújo WS, de Freitas ÉVD, Kollár J, et al. 2019. Host specialization in plant-galling interactions: contrasting mites and insects. Diversity. (Basel) 11:180. 10.3390/d11100180 [DOI] [Google Scholar]. doi:10.3390/d11100180.
Belete T. 2018. Defense mechanisms of plants to insect pests- from morphological to biochemical approach. Trend. Tech. Scient. Res. 2:30-38. [Google Scholar].
Bernays EA, Simpson SJ. (1982). Control of food intake. In: Berridge MJ, Treherne JE, Wigglesworth VB, editors. Advances in insect physiology (Vol. 16). Academic Press. p. 59-118. 10.1016/S0065-2806(08)60152-6 [DOI] [Google Scholar]. doi:10.1016/S0065-2806(08)60152-6.
Boeckler GA, Gershenzon J, Unsicker SB. 2011. Phenolic glycosides of the Salicaceae and their role as anti-herbivore defenses. Phytochemistry 72:1497-1509. 10.1016/j.phytochem.2011.01.038 [DOI] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1016/j.phytochem.2011.01.038.
Boggs CL, Freeman KD. 2005. Larval food limitation in butterflies: effects on adult resource allocation and fitness. Oecologia 144:353-361. 10.1007/s00442-005-0076-6 [DOI] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1007/s00442-005-0076-6.
Braccini CL, Vega AS, Chludil HD, et al. 2013. Host selection, oviposition behaviour and leaf traits in a specialist willow sawfly on species of Salix (Salicaceae). Ecol. Entomol. 38:617-626. 10.1111/een.12053 [DOI] [Google Scholar]. doi:10.1111/een.12053.
Carleton M. 1939. The biology of Pontania proxima Lep., the bean gall sawfly of willows. Zool. J. Linnean Soc. 40:575-624. 10.1111/j.1096-3642.1939.tb01694.x [DOI] [Google Scholar]. doi:10.1111/j.1096-3642.1939.tb01694.x.
Chappell PR. (2015). The climate and weather of Manawatu-Wanganui. 2nd ed. NIWA Science and Technology Series, No. 66..
Charles JG, Allan DJ. 2000. Development of the willow sawfly, Nematus oligospilus, at different temperatures, and an estimation of voltinism throughout New Zealand. New Zealand J. Zool. 27:197-200. [Google Scholar].
Dyar HG. 1890. The number of molts of lepidopterous larvae. Psyche 5:420-422. 10.1155/1890/23871 [DOI] [Google Scholar]. doi:10.1155/1890/23871.
Fernández PC, Braccini CL, Dávila C, et al. 2019. The use of leaf surface contact cues during oviposition explains field preferences in the willow sawfly Nematus oligospilus. Sci. Rep. 9:4946. 10.1038/s41598-019-41318-7 [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1038/s41598-019-41318-7.
Folin O, Ciocalteu V. 1927. On tyrosine and tryptophane determinations in proteins. J. Biol. Chem 73:627-650. [Google Scholar].
The Impact of Systemic Insecticides: Cyantraniliprole and Flupyradifurone on the Mortality of Athalia rosae (Hymenoptera: Tenthredinidae) Based on the Biophoton-Emission of Oilseed Rape – PMC. Insects. DOI: 10.3390/insects16010035 · PMID: 39859616.
1.FAOSTAT. [(accessed on 29 November 2024)]. Available online:.
2.Williams I.H. Biocontrol-Based Integrated Management of Oilseed Rape Pests. Springer; Dordrecht, The Netherlands: 2010. The Major Insect Pests of Oilseed Rape in Europe and Their Management: An Overview; pp. 1-43. [DOI] [Google Scholar].
3.Alford D.V., Nilsson C., Ulber B. Biocontrol of Oilseed Rape Pests. Wiley; Hoboken, NJ, USA: 2003. Insect Pests of Oilseed Rape Crops; pp. 9-42. [DOI] [Google Scholar].
4.Oishi K., Sawa M., Hatakeyama M., Kageyama Y. Genetics and Biology of the Sawfly, Athalia Rosae (Hymenoptera), Review. Genetica. 1993;88:119-127. doi: 10.1007/BF02424468. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1007/BF02424468.
5.Insecticide Resistance Action Committee. [(accessed on 29 November 2024)]. Available online:.
6.Nauen R., Jeschke P., Velten R., Beck M.E., Ebbinghaus-Kintscher U., Thielert W., Wölfel K., Haas M., Kunz K., Raupach G. Flupyradifurone: A Brief Profile of a New Butenolide Insecticide. Pest Manag. Sci. 2015;71:850-862. doi: 10.1002/ps.3932. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1002/ps.3932.
7.Pes M.P., Melo A.A., Stacke R.S., Zanella R., Perini C.R., Silva F.M.A., Carús Guedes J.V. Translocation of Chlorantraniliprole and Cyantraniliprole Applied to Corn as Seed Treatment and Foliar Spraying to Control Spodoptera Frugiperda (Lepidoptera: Noctuidae) PLoS ONE. 2020;15:e0229151. doi: 10.1371/journal.pone.0229151. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1371/journal.pone.0229151.
8.Fang N., Zhao X., Li Y., Luo Y., Wang X., He H., Zhang C., Jiang J. Uptake, Translocation and Subcellular Distribution of Broflanilide, Afidopyropen, and Flupyradifurone in Mustard (Brassica Juncea) J. Hazard. Mater. 2023;452:131381. doi: 10.1016/j.jhazmat.2023.131381. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1016/j.jhazmat.2023.131381.
9.Barry J.D., Portillo H.E., Annan I.B., Cameron R.A., Clagg D.G., Dietrich R.F., Watson L.J., Leighty R.M., Ryan D.L., Mcmillan J.A., et al. Movement of Cyantraniliprole in Plants after Foliar Applications and Its Impact on the Control of Sucking and Chewing Insects. Pest Manag. Sci. 2015;71:395-403. doi: 10.1002/ps.3816. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1002/ps.3816.
10.Lahm G.P., Selby T.P., Freudenberger J.H., Stevenson T.M., Myers B.J., Seburyamo G., Smith B.K., Flexner L., Clark C.E., Cordova D. Insecticidal Anthranilic Diamides: A New Class of Potent Ryanodine Receptor Activators. Bioorg. Med. Chem. Lett. 2005;15:4898-4906. doi: 10.1016/j.bmcl.2005.08.034. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1016/j.bmcl.2005.08.034.
11.Isaacs A.K., Qi S., Sarpong R., Casida J.E. Insect Ryanodine Receptor: Distinct but Coupled Insecticide Binding Sites for [N-C3H3]Chlorantraniliprole, Flubendiamide, and [3H]Ryanodine. Chem. Res. Toxicol. 2012;25:1571-1573. doi: 10.1021/tx300326m. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1021/tx300326m.
12.Boaventura D., Bolzan A., Padovez F.E.O., Okuma D.M., Omoto C., Nauen R. Detection of a Ryanodine Receptor Target-Site Mutation in Diamide Insecticide Resistant Fall Armyworm, Spodoptera Frugiperda. Pest Manag. Sci. 2020;76:47-54. doi: 10.1002/ps.5505. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1002/ps.5505.
Bruno Nunez. La tenthrèdre dévore les feuilles de mon noisetier. 2012.
Eric est jardinier passionné depuis 22 ans. Il partage régulièrement ses conseils et astuces de jardinage sur son blog "Jardin-Bio", pour aider les débutants comme les jardiniers confirmés à entretenir et faire évoluer leur jardin.
