Associations au potager en 2026 : 3 tests mesurables, sans plantes magiques

Associer des plantes ne transforme pas un potager en pension cinq étoiles. Une association dépend du sol, de la lumière, de l’eau, de la densité et du calendrier de chaque culture.

Le compagnonnage peut occuper l’espace pendant qu’une culture s’installe, utiliser la hauteur, modifier l’environnement d’un ravageur ou influencer la vie microbienne de la rhizosphère. Il ne remplace ni la rotation des cultures, ni le paillage, ni l’arrosage suivi, ni l’observation des maladies. Le label AB encadre un mode de production et ses contrôles : trois plantes voisines ne suffisent donc pas à obtenir cette certification.

Pour la saison 2026, traitez chaque association comme une hypothèse : une parcelle témoin, une parcelle associée, les mêmes soins et des récoltes pesées. Sinon, on finit par attribuer au basilic la moindre tomate sauvée par une semaine de beau temps. Classique.

Compagnons de route, pas potes pour la vie

Crates of green and red tomatoes with vibrant orange flowers
Photo de Hailey Tong sur Unsplash.

Le premier intérêt d’une association peut être spatial. Les radis se récoltent en trois à quatre semaines, alors que les carottes restent en place environ trois mois. Les haricots grimpants utilisent la hauteur et les courges couvrent le sol dans l’association dite des trois sœurs. Le bon voisinage se juge donc aussi à la surface occupée et au calendrier, pas uniquement à la présence d’un ravageur.

La protection contre les insectes demande davantage de prudence. Une plante compagne peut modifier une odeur ou rendre l’environnement moins favorable, mais elle ne fait pas disparaître une population déjà installée. Le compagnonnage peut réduire une pression, il ne signe pas de traité de paix avec les limaces.

Œillet d’Inde : la serre a dit oui, le plein champ attend

Une étude publiée dans PLOS One en 2019 a comparé des tomates cultivées sous serre avec et sans œillets d’Inde français, Tagetes patulaface à l’aleurode des serres, Trialeurodes vaporariorum. Dans le premier essai, les fleurs étaient présentes pendant toute la culture et la population d’aleurodes a été suivie durant 48 jours. Sa croissance a été ralentie sur les tomates associées.

La même publication a aussi testé une introduction tardive des œillets d’Inde après une forte installation des aleurodes, ainsi que des diffuseurs de limonène. Le dispositif était une serre fermée et l’étude ne rapportait pas de présence significative d’ennemis naturels. Elle fournit donc une piste de prévention dans ces conditions, pas une garantie pour un potager ouvert.

Cette distinction entre prévention et intervention tardive vaut pour beaucoup d’associations. Une plante installée dès le départ peut modifier l’environnement de la culture; elle ne rattrape pas forcément un déséquilibre massif. Les auxiliaires du jardin, les filets, l’aération et la surveillance des premières colonies gardent leur place. Chez les aleurodes comme ailleurs, le calendrier négocie sévère.

Radis-carottes : le duo qui pousse pendant que l’autre s’installe

a small insect on a wooden surface
Photo de Markus Spiske sur Unsplash.

Le duo radis-carotte repose d’abord sur le décalage de croissance. Les radis atteignent généralement la récolte en trois à quatre semaines, tandis que les carottes restent en place environ trois mois. Les radis rendent la ligne de semis visible, puis ils libèrent l’espace avant que les carottes ne développent leur racine. Il faut tout de même éclaircir les carottes si la levée est dense.

Le gain attendu concerne surtout l’occupation de la planche et l’arrivée d’une récolte précoce. Le feuillage des radis ne remplace pas un paillage lorsque la terre sèche et ne constitue pas une protection générale contre les ravageurs. Le sol, organisme vivant qu’on nourrit, n’apprécie guère les coups de chaud suivis d’un arrosage-panique.

Pour vérifier l’intérêt du duo, préparez deux bandes comparables. Semez les carottes seules sur l’une, puis les carottes et les radis sur l’autre. Notez la date de levée, le nombre de carottes conservées après éclaircissage, la masse de radis récoltée et le poids final des carottes. Vous saurez si l’association produit davantage au mètre carré ou si elle ajoute simplement une récolte plus précoce.

La milpa ne milite pas pour tous les jardins

L’association maïs-haricot-courge suit une autre logique : le maïs fournit un support, le haricot grimpe et la courge couvre le sol. Elle mobilise donc trois étages de végétation, mais la courge peut vite occuper une petite parcelle. La biodiversité, oui. Le potager entièrement kidnappé par trois feuilles de courge, non.

La rotation reste indispensable. Installer chaque année les mêmes cultures au même endroit peut entretenir les conditions favorables aux maladies et aux ravageurs. Une association réussie ne doit pas devenir une excuse pour reconduire les mêmes solanacées sur la même planche.

Le poivron et l’ail, colocataires sous observation

Une étude publiée le 28 juin 2023 dans le Journal of Microbiology and Biotechnology a comparé une culture continue de poivron conduite seule avec des cultures associées à de l’ail, de l’avoine, du chou, du céleri ou du trèfle blanc. Les chercheurs ont analysé les microorganismes du sol et plusieurs activités enzymatiques.

Dans ce dispositif, l’avoine a augmenté l’indice de diversité microbienne étudié. L’association avec l’ail a diminué le nombre d’unités bactériennes observées et augmenté celui des unités fongiques. Les réseaux microbiens étaient aussi moins complexes dans les systèmes associés. Le mot biodiversité ne signifie pas que tous les indicateurs montent ensemble, fanfare agronomique ou pas.

Ces résultats décrivent une modification de la communauté microbienne dans un contexte précis de culture continue du poivron. Ils ne prouvent pas qu’un rang d’ail augmente automatiquement la récolte dans chaque jardin. Pour tester la piste, gardez le même arrosage, le même paillage et la même fertilisation sur une rangée témoin et une rangée associée. Pesez les fruits, relevez les maladies et notez la vigueur des plants à intervalles réguliers. Sinon, la comparaison est bancale.

Trèfle blanc et dactyle : les microbes ne remplissent pas le panier

Une analyse publiée dans Frontiers in Plant Science en 2020 a comparé du trèfle blanc, du dactyle et leur culture associée à l’aide du séquençage du gène 16S. Les profils microbiens différaient selon le mode de plantation, et certaines fonctions microbiennes étaient corrélées à la fixation de l’azote.

Cette étude éclaire le rôle de la rhizosphère, mais elle ne fournit pas une recette pour une planche de tomates. La texture du sol, l’irrigation, le climat et la durée de culture modifient les interactions. Pour nourrir un sol vivant, un compost mûr, une couverture du sol et une rotation cohérente restent plus faciles à contrôler qu’un réseau microbien invisible.

Sol pollué, panier fermé

carrots and garlic in white ceramic bowl
Photo de Tijana Drndarski sur Unsplash.

Le compagnonnage peut aussi être étudié pour la phytoextraction, mais ce domaine ne concerne pas la production de légumes. Un article publié en 2020 dans Environmental Science and Pollution Research International a examiné Brassica junceaassociée à du maïs ou de la luzerne, avec une inoculation par la bactérie Burkholderia phytofirmans PsJNT. L’objectif était d’évaluer l’extraction assistée du zinc, du plomb et du cadmium.

Le protocole s’intéressait à la biomasse produite, à l’accumulation des métaux dans les tissus et à leur transfert vers les parties aériennes. Il relève de la dépollution expérimentale. Il ne signifie pas qu’une plante ayant absorbé des métaux devient comestible ni qu’un potager domestique est assaini après une saison.

Le calendrier ne plante pas des promesses

A young woman takes gardening notes surrounded by plants indoors, blending nature with study.
Photo de Antoni Shkraba sur Pexels.

Pour la saison 2026, conduisez les trois essais avec une méthode identique :

  1. Choisissez une parcelle témoin et une parcelle associée de taille comparable.
  2. Installez les plantes compagnes au même moment que la culture principale lorsque le protocole le prévoit.
  3. Conservez le même arrosage, le même paillage et la même fertilisation sur les deux parcelles.
  4. Notez les dates de levée, les ravageurs, les maladies, le temps de travail et le poids de chaque récolte.

Pour les radis et les carottes, relevez séparément la récolte précoce des radis et la récolte finale des carottes. Pour la tomate et le poivron, rapportez la production à la surface totale occupée par les plantes principales et leurs compagnes. Une association qui récolte deux légumes mais demande davantage d’eau ou bloque la rotation n’est pas automatiquement gagnante.

Les études sur la tomate sous serre, le poivron en culture continue, le trèfle associé au dactyle et la phytoextraction décrivent des interactions situées dans des conditions précises. On peut donc tester sans transformer chaque œillet d’Inde en garde du corps diplômé. La météo, elle, n’a toujours signé aucun contrat de compagnonnage.

Sources et références scientifiques
  1. Combined use of companion planting and PGPR for the assisted phytoextraction of trace metals (Zn, Pb, Cd) – PMC. Environmental science and pollution research international. DOI: 10.1007/s11356-020-07885-3 · PMID: 32034599.
  2. Aebi HE. In: Catalase. Methods of enzymatic analysis. HU BERGMEYER, editor. Weinheim: Verlag Chemie; 1983. pp. 273-282. [Google Scholar].
  3. Aelion CM, Davis HT. Use of a general toxicity test to predict heavy metal concentrations in residential soils. Chemosphere. 2007;67(5):1043-1049. doi: 10.1016/emosphere.2006.10.042. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1016/j.chemosphere.2006.10.042.
  4. Ali H, Khan E, Sajad MA. Phytoremediation of heavy metals, concepts and applications. Chemosphere. 2013;91(7):869-881. doi: 10.1016/emosphere.2013.01.075. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1016/j.chemosphere.2013.01.075.
  5. Andersen E, Peiter E, Küpper H. Trace metal metabolism in plants. J Exp Bot. 2018;69(5):909-954. doi: 10.1093/jxb/erx465. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1093/jxb/erx465.
  6. Arshad M, Saleem M, Hussain S. Perspectives of bacterial ACC deaminase in phytoremediation. Trends Biotechnol. 2007;25(8):356-362. doi: 10.1016/j.tibtech.2007.05.005. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1016/j.tibtech.2007.05.005.
  7. Babula P, Adam V, Havel L, Kizek R. The plant family Brassicaceae. Netherlands: Springer; 2012. Cadmium accumulation by plants of Brassicaceae family and its connection with their primary and secondary metabolism; pp. 71-97. [Google Scholar].
  8. Beauchamp C, Fridovich I. Superoxide dismutase: improved assays and an assay applicable to acrylamide gels. Anal Biochem. 1971;44(1):276-287. doi: 10.1016/0003-2697(71)90370-8. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1016/0003-2697(71)90370-8.
  9. Belimov AA, Hontzeas N, Safronova VI, Demchinskaya SV, Piluzza G, Bullitta S, Glick BR. Cadmium-tolerant plant growth-promoting bacteria associated with the roots of Indian mustard (Brassica juncea L. Czern.) Soil Biol Biochem. 2005;37(2):241-250. doi: 10.1016/j.soilbio.2004.07.033. [DOI] [Google Scholar]. doi:10.1016/j.soilbio.2004.07.033.
  10. Bhargava A, Carmona FF, Bhargava M, Srivastava S. Approaches for enhanced phytoextraction of heavy metals. J Environ Manag. 2012;105:103-120. doi: 10.1016/j.jenvman.2012.04.002. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1016/j.jenvman.2012.04.002.
  11. Bhattacharyya PN, Jha DK. Plant growth-promoting rhizobacteria (PGPR): emergence in agriculture. World J Microbiol Biotech. 2012;28(4):1327-1350. doi: 10.1007/s11274-011-0979-9. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1007/s11274-011-0979-9.
  12. Bradford MM. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Anal Biochem. 1976;72(1-2):248-254. doi: 10.1016/0003-2697(76)90527-3. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1016/0003-2697(76)90527-3.
  13. Chiang PN, Wang MK, Chiu CY, Chou SY. Effects of cadmium amendments on low-molecular-weight organic acid exudates in rhizosphere soils of tobacco and sunflower. Environ Toxicol. 2006;21(5):479-488. doi: 10.1002/tox.20210. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1002/tox.20210.
  14. Companion planting with French marigolds protects tomato plants from glasshouse whiteflies through the emission of airborne limonene – PMC. PloS one. DOI: 10.1371/journal.pone.0213071 · PMID: 30822326.
  15. 1.Rubatzky VE YM. World Vegetables: Principles, Production, and Nutritive Values Springer US,. Springer, US: Springer; 2012. [Google Scholar].
  16. 2.Lange WH, Bronson L. Insect Pests of Tomatoes. Annu Rev Entomol. 1981;26:345-71. 10.1146/annurev.en.26.010181.002021 WOS:A1981KX79600014. [DOI] [Google Scholar]. doi:10.1146/annurev.en.26.010181.002021.
  17. 3.Andi Nasruddin LAM. First record of Trialeurodes vaporariorum Westwood (Hemiptera: Aleyrodidae) severely damaging field grown potato crops in South Sulawesi, Indonesia. Journal of plant protection research. 2016;56(2). [Google Scholar].
  18. 4.Wainaina JM, De Barro P, Kubatko L, Kehoe MA, Harvey J, Karanja D, et al. Global phylogenetic relationships, population structure and gene flow estimation of Trialeurodes vaporariorum (Greenhouse whitefly). B Entomol Res. 2018;108(1):5-13. 10.1017/S0007485317000360 WOS:000424027600002. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1017/S0007485317000360.
  19. 5.Jauset AM, Sarasua MJ, Avilla J, Albajes R. Effect of nitrogen fertilization level applied to tomato on the greenhouse whitefly. Crop Prot. 2000;19(4):255-61. 10.1016/S0261-2194(00)00016-8 WOS:000087225300006. [DOI] [Google Scholar]. doi:10.1016/S0261-2194(00)00016-8.
  20. 6.Bale JS, van Lenteren JC, Bigler F. Biological control and sustainable food production. Philos T R Soc B. 2008;363(1492):761-76. 10.1098/rstb.2007.2182 WOS:000252663200006. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1098/rstb.2007.2182.
  21. 7.Schooler SS, De Barro P, Ives AR. The potential for hyperparasitism to compromise biological control: Why don't hyperparasitoids drive their primary parasitoid hosts extinct? Biol Control. 2011;58(3):167-73. 10.1016/j.biocontrol.2011.05.018 WOS:000292912500001. [DOI] [Google Scholar]. doi:10.1016/j.biocontrol.2011.05.018.
  22. 8.Rezaei N, Karimi J, Hosseini M, Goldani M, Campos-Herrera R. Pathogenicity of Two Species of Entomopathogenic Nematodes Against the Greenhouse Whitefly, Trialeurodes vaporariorum (Hemiptera: Aleyrodidae), in Laboratory and Greenhouse Experiments. J Nematol. 2015;47(1):60-6. WOS:000353628000006. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar].
  23. 9.Gorman K, Devine GJ, Denholm I. Status of pesticide resistance in UK populations of the glasshouse whitefly, Trialeurodes vaporariorum, and the two-spotted spider mite, Tetranychus urticae. Proc Brighton Crop. 2000;1-3:459-64. WOS:000166809600070. [Google Scholar].
  24. 10.Gorman K, Devine G, Bennison J, Coussons P, Punchard N, Denholm I. Report of resistance to the neonicotinoid insecticide imidacloprid in Trialeurodes vaporariorum (Hemiptera: Aleyrodidae). Pest Manag Sci. 2007;63(6):555-8. 10.1002/ps.1364 WOS:000246982100003. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1002/ps.1364.
  25. 11.Malezieux E, Crozat Y, Dupraz C, Laurans M, Makowski D, Ozier-Lafontaine H, et al. Mixing plant species in cropping systems: concepts, tools and models. A review. Agron Sustain Dev. 2009;29(1):43-62. 10.1051/agro:2007057 WOS:000261843700005. [DOI] [Google Scholar]. doi:10.1051/agro:2007057.
  26. 12.Barbosa P, Hines J, Kaplan I, Martinson H, Szczepaniec A, Szendrei Z. Associational Resistance and Associational Susceptibility: Having Right or Wrong Neighbors. Annu Rev Ecol Evol S. 2009;40:1-20. 10.1146/annurev.ecolsys.110308.120242 WOS:000272455700001. [DOI] [Google Scholar]. doi:10.1146/annurev.ecolsys.110308.120242.
  27. Influence of Companion Planting on Microbial Compositions and Their Symbiotic Network in Pepper Continuous Cropping Soil – PMC. Journal of microbiology and biotechnology. DOI: 10.4014/jmb.2211.11032 · PMID: 37072683.
  28. 1.Gao JX, Pei HX, Xie H. Synergistic effects of organic fertilizer and corn straw on microorganisms of pepper continuous cropping soil in China. Bioengineered. 2020;11:1258-1268. doi: 10.1080/21655979.2020.1840753. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1080/21655979.2020.1840753.
  29. 2.Zeng JR, Liu JZ, Lu CH, Ou XH, Luo KK, Li CM, et al. Intercropping with turmeric or ginger reduce the continuous cropping obstacles that affect Pogostemon cablin (Patchouli) Front. Microbiol. 2020;11:579719. doi: 10.3389/fmicb.2020.579719. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.3389/fmicb.2020.579719.
  30. 3.Ding S, Zhou DP, Wei HW, Wu SH, Xie B. Alleviating soil degradation caused by watermelon continuous cropping obstacle: application of urban waste compost. Chemosphere. 2021;262:128387. doi: 10.1016/emosphere.2020.128387. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1016/j.chemosphere.2020.128387.
  31. en LJ, Li DJ, Shao Y, Adni J, Wang H, Liu YQ, et al. Comparative analysis of soil microbiome profiles in the companion planting of white clover and orchard grass using 16S rRNA gene sequencing data. Front. Plant Sci. 2020;11:538311. doi: 10.3389/fpls.2020.538311. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.3389/fpls.2020.538311.
  32. 5.Acosta-Martinez V, Cotton J. Lasting effects of soil health improvements with management changes in cotton-based cropping systems in a sandy soil. Biol. Fert. Soils. 2017;53:533-546. doi: 10.1007/s00374-017-1192-2. [DOI] [Google Scholar]. doi:10.1007/s00374-017-1192-2.
  33. 6.Li S, Wu FZ. Diversity and co-occurrence patterns of soil bacterial and fungal communities in seven intercropping systems. Front. Microbiol. 2018;9:1521. doi: 10.3389/fmicb.2018.01521. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.3389/fmicb.2018.01521.
  34. 7.Xu WH, Liu D, Wu FZ, Liu SW. Root exudates of wheat are involved in suppression of Fusarium wilt in watermelon in watermelon-wheat companion cropping. Eur. J. Plant Pathol. 2015;141:209-216. doi: 10.1007/s10658-014-0528-0. [DOI] [Google Scholar]. doi:10.1007/s10658-014-0528-0.
  35. 8.Li L, Zhang FS, Li XL, Christie P, Sun JH, Yang SC, et al. Interspecific facilitation of nutrient uptake by intercropped maize and faba bean. Nutr. Cycl. Agroecosys. 2003;65:61-71. doi: 10.1023/A:1021885032241. [DOI] [Google Scholar]. doi:10.1023/A:1021885032241.
  36. 9.Xiao XM, Cheng ZH, Meng HW, Liu LH, Li HZ, Dong YX. Intercropping of green garlic (Allium sativum L.) induces nutrient concentration changes in the soil and plants in continuously cropped cucumber (Cucumis sativus L.) in a plastic tunnel. PLoS One. 2013;8:e62173. doi: 10.1371/journal.pone.0062173. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1371/journal.pone.0062173.
  37. 10.Fu XP, Li CX, Zhou XG, Liu SW, Wu FZ. Physiological response and sulfur metabolism of the V. dahliae-infected tomato plants in tomato/potato onion companion cropping. Sci. Rep. 2016;6:36445. doi: 10.1038/srep36445. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1038/srep36445.
  38. 11.Gao DM, Zhou XG, Duan YD, Fu XP, Wu FZ. Wheat cover crop promoted cucumber seedling growth through regulating soil nutrient resources or soil microbial communities? Plant Soil. 2017;418:459-475. doi: 10.1007/s11104-017-3307-9. [DOI] [Google Scholar]. doi:10.1007/s11104-017-3307-9.
  39. 12.Makoi JHJR, Chimphango SBM, Dakora FD. Elevated levels of acid and alkaline phosphatase activity in roots and rhizosphere of cowpea (Vigna unguiculata L. Walp.) genotypes grown in mixed culture and at different densities with sorghum (Sorghum bicolor L.) Crop Pasture Sci. 2010;61:279-286. doi: 10.1071/CP09212. [DOI] [Google Scholar]. doi:10.1071/CP09212.
  40. Comparative Analysis of Soil Microbiome Profiles in the Companion Planting of White Clover and Orchard Grass Using 16S rRNA Gene Sequencing Data – PMC. Frontiers in plant science. DOI: 10.3389/fpls.2020.538311 · PMID: 33042174.
  41. Abed R. M., Al Kharusi S., Schramm A., Robinson M. D. (2010). Bacterial diversity, pigments and nitrogen fixation of biological desert crusts from the Sultanate of Oman. FEMS Microbiol. Ecol. 72 (3), 418-428. 10.1111/j.1574-6941.2010.00854.x [DOI] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1111/j.1574-6941.2010.00854.x.
  42. Aguilar O. M., Riva O., Peltzer E. (2004). Analysis of Rhizobium etli and of its symbiosis with wild Phaseolus vulgaris supports coevolution in centers of host diversification. Proc. Natl. Acad. Sci. 101 (37), 13548-13553. 10.1073/pnas.0405321101 [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1073/pnas.0405321101.
  43. Aoki K. F., Kanehisa M. (2005). Using the KEGG database resource Curr. Protoc. Bioinf. 11 (1), 1.12. 1-1.12. 10.1002/0471250953.bi0112s11 [DOI] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1002/0471250953.bi0112s11.
  44. Bolger A. M., Lohse M., Usadel B. (2014). Trimmomatic: a flexible trimmer for Illumina sequence data. Bioinformatics 30 (15), 2114-2120. 10.1093/bioinformatics/btu170 [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1093/bioinformatics/btu170.
  45. Bomford M. K. (2004). Yield, pest density, and tomato flavor effects of companion planting in garden-scale studies incorporating tomato, basil, and brussels sprout (Morgantown, WV: West Virginia University; ). [Google Scholar].
  46. Breiman L. (2001). Random forests. Mach. Learn. 45 (1), 5-32. 10.1023/A:1010933404324 [DOI] [Google Scholar]. doi:10.1023/A:1010933404324.
  47. Brown E. M. (1943). Some effects of soil and air temperatures on the growth of certain grass species. Sci. Monthly 57 (3), 283-285. 10.2307/17990 [DOI] [Google Scholar]. doi:10.2307/17990.
  48. Bybee-Finley K., Ryan M. R. (2018). Advancing intercropping research and practices in industrialized agricultural landscapes. Agriculture 8 (6), 80. 10.3390/agriculture8060080 [DOI] [Google Scholar]. doi:10.3390/agriculture8060080.
  49. Chalk P. M. (2018). The role of 15 N-depleted fertilizers as tracers in N cycling studies in agroecosystems. Nutrient Cycling Agroecosyst. 112 (1), 1-25. 10.1007/s10705-018-9927-5 [DOI] [Google Scholar]. doi:10.1007/s10705-018-9927-5.
  50. Chen K.-I., Erh M.-H., Su N.-W., Liu W.-H., Chou C.-C., Cheng K.-C. (2012). Soyfoods and soybean products: from traditional use to modern applications. Appl. Microbiol. Biotechnol. 96 (1), 9-22. 10.1007/s00253-012-4330-7 [DOI] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1007/s00253-012-4330-7.
  51. Davidson R. (1969). Effects of soil nutrients and moisture on root/shoot ratios in Lolium perenne L. and Trifolium repens L. Ann. Bot. 33 (3), 571-577. 10.1093/oxfordjournals.aob.a084309 [DOI] [Google Scholar]. doi:10.1093/oxfordjournals.aob.a084309.
  52. Davis W. (1962). Effects of using oats as a companion crop with orchardgrass, Dactylis glomerata L., and white clover, Trifolium repens L., sown for pasture. Can. J. Plant Sci. 42 (4), 582-588. 10.4141/cjps62-100 [DOI] [Google Scholar]. doi:10.4141/cjps62-100.
  53. Bruno Nunez. Les bonnes associations de plantes au potager. 2013.
  54. Olivier Valentin. Association de Plantes au Potager | Outil Gratuit + Guide. 2026.
  55. Plantes compagnes : Tableaux des associations au potager bio.
  56. Quelles associations de plantes au potager? | Silence, ça pousse!.
ERIC
ERIC
Eric est jardinier passionné depuis 22 ans. Il partage régulièrement ses conseils et astuces de jardinage sur son blog "Jardin-Bio", pour aider les débutants comme les jardiniers confirmés à entretenir et faire évoluer leur jardin.

Read More

Related Articles

LAISSER UN COMMENTAIRE

S'il vous plaît entrez votre commentaire!
S'il vous plaît entrez votre nom ici