Avec ses fleurs perchées jusqu’à 1,50 m, l’anémone du Japon prend le relais quand les floraisons estivales commencent à tirer leur révérence. Elle se plante à l’automne ou au printemps selon le climat, mais ses tiges drageonnantes peuvent finir par s’installer un peu trop loin.
Fin d’été, anémone au boulot
Photo de Josef Pelikán sur Unsplash.
Le nom d’anémone du Japon regroupe notamment Anemone hupehensisAnemone tomentosa et leurs hybrides, dont Anemone × hybrida. Cette vivace de la famille des Renonculacées fleurit généralement d’août à octobre, quand les massifs commencent à perdre leurs couleurs estivales.
Selon la variété, elle atteint 0,60 à 1,50 m de haut et s’étale sur environ 50 à 60 cm. Ses fleurs simples ou doubles mesurent de 5 à 10 cm de diamètre, dans des tons blancs, roses ou pourpres. Le feuillage vert foncé, découpé et denté, peut être caduc ou semi-persistant selon le climat.
Honorine Jobert produit de grandes fleurs blanches simples. La plante porte ses fleurs sur de longues tiges qui émergent au-dessus du feuillage. Pour obtenir une floraison d’automneil faut d’abord lui offrir un sol qui ne sèche pas complètement en été.
Motte en place, galère en moins
Photo de Tadeusz Zachwieja sur Unsplash.
La mi-ombre lui convient particulièrement bien. Le soleil du matin ou de la fin de journée fonctionne aussi, tandis que le plein soleil de milieu de journée peut griller le feuillage et les fleurs, surtout dans les régions chaudes. Une sacrée galère, ce massif exposé sans pause au soleil.
La terre doit être riche, humifère, fraîche et bien drainée. Une terre argileuse peut convenir si on l’allège avec du compost ou du terreau de feuilles. Les sols trop calcaires sont moins adaptés, et l’eau stagnante doit être évitée autour des racines.
Dans les régions aux hivers doux, plantez en septembre ou en octobre. Ailleurs, préférez mars ou avrillorsque le froid arrive plus tôt. Comptez 50 à 60 cm entre les plants, soit environ quatre sujets par mètre carré. L’espacement paraît large au départ, puis la touffe finit par rappeler qu’elle n’a pas signé de clause de non-extension.
Cinq gestes, zéro motte martyrisée
Ameublissez le sol avant d’installer la motte.
Faites tremper le contenant pendant une dizaine de minutes.
Placez la motte entre 5 et 8 cm de profondeur.
Laissez légèrement dépasser le haut de la motte si le terrain draine mal.
Arrosez généreusement, puis posez un paillis de feuilles, de broyat ou de mulch.
La première année, l’objectif est surtout d’aider la plante à s’enraciner. Une anémone du Japon peut prendre du temps avant de donner une touffe bien installée. Semer, planter, attendre : le jardin adore tester notre patience.
Paillage aux pieds, fraîcheur en tête
Photo de Marcus Ganahl sur Unsplash.
Le paillage limite l’évaporation et aide le sol à rester frais pendant l’été. Renouvelez-le lorsqu’il s’amincit ou se décompose, surtout autour des jeunes plantations. Il accompagne l’arrosage, mais ne corrige ni une terre trop sèche ni un mauvais drainage.
Arrosez par temps sec durant la première année. Une fois la plante bien enracinée, l’arrosage n’est en principe plus nécessaire, sauf pendant une sécheresse prolongée. Cette règle dépend de la capacité du sol à conserver une réserve d’humidité. En pot, la surveillance reste plus régulière, car le volume de terre est limité.
L’anémone du Japon est donnée comme rustique jusqu’à environ -15 °C. Dans les secteurs froids, le paillage protège la base pendant l’hiver. Le bon entretien tient donc en trois mots : fraîcheur, drainage, patience.
Des drageons qui prennent leurs aises
Photo de Lyricalcode Dusk sur Unsplash.
L’anémone du Japon produit des tiges drageonnantes qui permettent de la multiplier facilement. Il suffit de prélever ces tiges lorsqu’elles se développent en périphérie de la touffe, puis de les installer dans une terre préparée. On peut ainsi obtenir de nouveaux plants sans transformer la plante mère en laboratoire clandestin.
Cette capacité devient moins pratique dans un petit jardin. En situation de mi-ombre et dans un sol frais, l’anémone du Japon peut devenir envahissante. Une place dégagée dans un massif lui convient mieux qu’un passage étroit ou qu’une bordure déjà occupée par des vivaces serrées.
Surveillez donc les tiges qui s’éloignent de la zone prévue et prélevez celles que vous souhaitez multiplier. Si la touffe doit rester contenue, mieux vaut intervenir tôt que découvrir, au bout de quelques saisons, qu’elle négocie sévèrement avec les plantes voisines.
Massif en duo, l’automne a du répondant
Photo de Per Lööv sur Unsplash.
L’anémone du Japon trouve sa place en bordure de massif, au pied d’un arbre ou en lisière de haie. Sa floraison tardive apporte des fleurs lorsque les vivaces estivales commencent à ralentir. Les longues tiges donnent de la hauteur, tandis que le feuillage occupe la base de la touffe.
La culture en pot reste possible dans un contenant d’au moins 30 cm de diamètre. Dans tous les cas, prévoyez une terre fraîche et bien drainée, puis gardez un œil sur l’extension des tiges drageonnantes. L’anémone du Japon sait attendre son heure, fleurir en automne et prendre ses aises. Sur ce dernier point, elle n’a manifestement pas lu le règlement de copropriété du massif.
Sources et références scientifiques
Sun S, Xia G, Li L, Zang H.. A review on ethnobotanical uses, geographical distribution, phytochemistry, quality control and pharmacology of Anemone L. plants distributed in the northeastern region of China.. Natural product research. 2026. DOI: 10.1080/14786419.2026.2657028 · PMID: 41985166. (résumé scientifique structuré; texte intégral non fourni)
Cellular and transcriptional trajectories of neural fate specification in sea anemone uncover two modes of adult neurogenesis – PMC. Nature communications. DOI: 10.1038/s41467-026-68802-9 · PMID: 41667466.
1.Srivastava, M. Beyond casual resemblance: rigorous frameworks for comparing regeneration across species. Annu. Rev. Cell Dev. Biol.37, 415-440 (2021). [DOI] [PubMed] [Google Scholar].
2.Rentzsch, F., Juliano, C. & Galliot, B. Modern genomic tools reveal the structural and cellular diversity of cnidarian nervous systems. Curr. Opin. Neurobiol.56, 87-96 (2019). [DOI] [PubMed] [Google Scholar].
3.Bosch, T. C. G. et al. Back to the basics: cnidarians start to fire. Trends Neurosci.40, 92-105 (2017). [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar].
4.Sebé-Pedrós, A. et al. Cnidarian cell type diversity and regulation revealed by whole-organism single-cell RNA-Seq. Cell173, 1520-1534.e20 (2018). [DOI] [PubMed] [Google Scholar].
5.Richards, G. S. & Rentzsch, F. Transgenic analysis of a SoxB gene reveals neural progenitor cells in the cnidarian Nematostella vectensis. Development141, 4681-4689 (2014). [DOI] [PubMed] [Google Scholar].
6.Richards, G. S. & Rentzsch, F. Regulation of Nematostella neural progenitors by SoxB, Notch and bHLH genes. Development142, 3332-3342 (2015). [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar].
7.Levy, S. et al. A stony coral cell atlas illuminates the molecular and cellular basis of coral symbiosis, calcification, and immunity. Cell184, 2973-2987.e18 (2021). [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar].
8.Watanabe, H. et al. Sequential actions of β-catenin and Bmp pattern the oral nerve net in Nematostella vectensis. Nat. Commun. 5, 5536 (2014). [DOI] [PMC free article] [PubMed].
9.Ryan, T. J. & Grant, S. G. N. The origin and evolution of synapses. Nat. Rev. Neurosci.10, 701-712 (2009). [DOI] [PubMed] [Google Scholar].
10.Flici, H. et al. An evolutionarily conserved SoxB-Hdac2 crosstalk regulates neurogenesis in a cnidarian. Cell Rep.18, 1395-1409 (2017). [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar].
11.Larroux, C. et al. Genesis and expansion of metazoan transcription factor gene classes. Mol. Biol. Evol.25, 980-996 (2008). [DOI] [PubMed] [Google Scholar].
12.Simionato, E. et al. Origin and diversification of the basic helix-loop-helix gene family in metazoans: insights from comparative genomics. BMC Evol. Biol.7, 33 (2007). [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar].
Hypoxia disrupts metabolism in coral and sea anemone larvae – PMC. The Journal of experimental biology. DOI: 10.1242/jeb.250372 · PMID: 40452587.
Alderdice, R., Pernice, M., Cárdenas, A., Hughes, D. J., Harrison, P. L., Boulotte, N., Chartrand, K., Kühl, M., Suggett, D. J. and Voolstra, C. R. (2022). Hypoxia as a physiological cue and pathological stress for coral larvae. Mol. Ecol. 31, 571-587. 10.1111/mec.16259 [DOI] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1111/mec.16259.
Altieri, A. H., Harrison, S. B., Seemann, J., Collin, R., Diaz, R. J. and Knowlton, N. (2017). Tropical dead zones and mass mortalities on coral reefs. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 114, 3660-3665. 10.1073/pnas.1621517114 [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1073/pnas.1621517114.
Baird, A. H., Guest, J. R. and Willis, B. L. (2009). Systematic and biogeographical patterns in the reproductive biology of scleractinian corals. Annu. Rev. Ecol. Evol. Syst. 40, 24. 10.1146/annurev.ecolsys.110308.120220 [DOI] [Google Scholar]. doi:10.1146/annurev.ecolsys.110308.120220.
Baird, A. H., Yakovleva, I. M., Harii, S., Sinniger, F. and Hidaka, M. (2021). Environmental constraints on the mode of symbiont transmission in corals. J. Exp. Mar. Bio. Ecol. 538, 151499. 10.1016/j.jembe.2020.151499 [DOI] [Google Scholar]. doi:10.1016/j.jembe.2020.151499.
Bean, N. K. and Edmunds, P. J. (2024). The scaling of metabolic traits differs among larvae and juvenile colonies of scleractinian corals. J. Exp. Biol. 227, jeb246362. 10.1242/jeb.246362 [DOI] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1242/jeb.246362.
Breitburg, D., Levin, L. A., Oschlies, A., Grégoire, M., Chavez, F. P., Conley, D. J., Garçon, V., Gilbert, D., Gutiérrez, D., Isensee, K.et al. (2018). Declining oxygen in the global ocean and coastal waters. Science 359, eaam7240. 10.1126/science.aam7240 [DOI] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1126/science.aam7240.
Byrne, M., Foo, S. A., Ross, P. M. and Putnam, H. M. (2020). Limitations of cross- and multigenerational plasticity for marine invertebrates faced with global climate change. Glob. Chang. Biol. 26, 80-102. 10.1111/gcb.14882 [DOI] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1111/gcb.14882.
Chouchani, E. T., Pell, V. R., Gaude, E., Aksentijević, D., Sundier, S. Y., Robb, E. L., Logan, A., Nadtochiy, S. M., Ord, E. N. J., Smith, A. C.et al. (2014). Ischaemic accumulation of succinate controls reperfusion injury through mitochondrial ROS. Nature 515, 431-435. 10.1038/nature13909 [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1038/nature13909.
Craggs, J., Guest, J. R., Davis, M., Simmons, J., Dashti, E. and Sweet, M. (2017). Inducing broadcast coral spawning ex situ: Closed system mesocosm design and husbandry protocol. Ecol. Evol. 7, 11066-11078. 10.1002/ece3.3538 [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1002/ece3.3538.
Cui, G., Mi, J., Moret, A., Menzies, J., Zhong, H., Li, A., Hung, S.-H., Al-Babili, S. and Aranda, M. (2023). A carbon-nitrogen negative feedback loop underlies the repeated evolution of cnidarian-Symbiodiniaceae symbioses. Nat. Commun. 14, 6949. 10.1038/s41467-023-42582-y [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1038/s41467-023-42582-y.
Deutsch, C., Penn, J. L. and Lucey, N. (2024a). Climate, oxygen, and the future of marine biodiversity. Ann. Rev. Mar. Sci. 16, 217-245. 10.1146/annurev-marine-040323-095231 [DOI] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1146/annurev-marine-040323-095231.
Deutsch, J. M., Demko, A. M., Jaiyesimi, O. A., Foster, G., Kindler, A., Pitts, K. A., Vekich, T., Williams, G. J., Walker, B. K., Paul, V. J.et al. (2024b). Metabolomic profiles of stony coral species from the Dry Tortugas National Park display inter- and intraspecies variation. mSystems 9, e0085624. 10.1128/msystems.00856-24 [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]. doi:10.1128/msystems.00856-24.
Epithelial cell extrusion underlies starvation-induced cell loss in a sea anemone – PMC. Nature communications. DOI: 10.1038/s41467-026-74437-7 · PMID: 42310303.
1.Tyler, S. Epithelium-the primary building block for metazoan complexity. Integr. Comp. Biol.43, 55-63 (2003). [DOI] [PubMed] [Google Scholar].
2.Fahey, B. & Degnan, B. M. Origin of animal epithelia: insights from the sponge genome. Evol. Dev.12, 601-617 (2010). [DOI] [PubMed] [Google Scholar].
3.Özbek, S., Balasubramanian, P. G., Chiquet-Ehrismann, R., Tucker, R. P. & Adams, J. C. The evolution of extracellular matrix. Mol. Biol. Cell21, 4300-4305 (2010). [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar].
4.Miller, P. W., Clarke, D. N., Weis, W. I., Lowe, C. J. & Nelson, W. J. The evolutionary origin of epithelial cell-cell adhesion mechanisms. in Current Topics in Membranes vol. 72 267-311 (Elsevier, 2013). [DOI] [PMC free article] [PubMed].
5.Macara, I. G., Guyer, R., Richardson, G., Huo, Y. & Ahmed, S. M. Epithelial homeostasis. Curr. Biol.24, R815-R825 (2014). [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar].
6.Eisenhoffer, G. T. & Rosenblatt, J. Bringing balance by force: live cell extrusion controls epithelial cell numbers. Trends Cell Biol.23, 185-192 (2013). [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar].
7.Rosenblatt, J., Raff, M. C. & Cramer, L. P. An epithelial cell destined for apoptosis signals its neighbors to extrude it by an actin- and myosin-dependent mechanism. Curr. Biol.11, 1847-1857 (2001). [DOI] [PubMed] [Google Scholar].
8.Gu, Y., Forostyan, T., Sabbadini, R. & Rosenblatt, J. Epithelial cell extrusion requires the sphingosine-1-phosphate receptor 2 pathway. J. Cell Biol.193, 667-676 (2011). [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar].
nning, D. P., Hatch, V. & Horvitz, H. R. Programmed elimination of cells by caspase-independent cell extrusion in C. elegans. Nature488, 226-230 (2012). [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar].
10.Levayer, R., Dupont, C. & Moreno, E. Tissue crowding induces caspase-dependent competition for space. Curr. Biol.26, 670-677 (2016). [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar].
11.Guillot, C. & Lecuit, T. Mechanics of epithelial tissue homeostasis and morphogenesis. Science340, 1185-1189 (2013). [DOI] [PubMed] [Google Scholar].
isch, S. & Francis, H. Disruption of epithelial cell-matrix interactions induces apoptosis. J. Cell Biol.124, 619-626 (1994). [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar].
Bruno Nunez. L’Anémone du Japon : un classique indémodable. 2017.
Eric est jardinier passionné depuis 22 ans. Il partage régulièrement ses conseils et astuces de jardinage sur son blog "Jardin-Bio", pour aider les débutants comme les jardiniers confirmés à entretenir et faire évoluer leur jardin.
